Relatorio De Bioquímica

Transcript

Universidade Estadual do Ceará – UECE Faculdade de Educação de Itapipoca – FACEDI Curso: Licenciatura em Química Disciplina: Bioquímica Professor: Petrônio Relatório de Práticas Laboratoriais:  Lipídeos  Carboidratos  Proteínas Aluna: Maria Daliane Ferreira Barroso Agosto de 2010 Ceará I – LIPÍDIOS INTRODUÇÃO Os lipídios constituem um grupo de compostos que, apesar de quimicamente diferentes entre si, apresentam uma importante característica em comum: a insolubilidade em água. Essa classe de compostos está amplamente distribuída em organismos vegetais e animais, cumprindo diversas funções: armazenamento de energia, estrutura, função hormonal, auxilio enzimático, atuam como isolantes térmicos e agentes emulsificantes. Nos alimentos, os lipídios assumem um importante papel nutricional e tecnológico. Assim, no nosso organismo eles atuam como fonte de calorias, transportando vitaminas lipossolúveis e suprindo algumas necessidades nutricionais específicas. Na produção de alimentos, essas moléculas são as responsáveis pela textura deliciosa dos sorvetes e de outras massas, e são importantes na obtenção dos aromas. Dentre as varias classes de lipídios, daremos ênfase aqui aos triglicerídeos, que são os principais constituintes dos óleos vegetais e gorduras animais. Com o exemplo, podemos citar o óleo de amendoim, o toucinho, óleo de girassol entre outros que são constituídos por triacilgliceróis. Os triacilgliceróis recebem esse nome porque são originados da reação entre uma molécula de glicerol (um triálcool) e três moléculas de ácidos graxos (AG). Essa associação dá-se através de uma reação de esterificação. Dentre as principais características dos triglicerídeos, podemos ressaltar a existência ou não de insaturações em suas cadeias. Quanto maior o número de insaturações, menor o ponto de fusão da substância. Conseqüentemente, moléculas que apresentam muitas insaturações são líquidas à temperatura ambiente. Em contraposição, moléculas que apresentam pouca ou nenhuma insaturação possuem maior ponto de fusão, sendo sólidas à temperatura ambiente. Isso explica a diferença entre óleos e gorduras: como os óleos são líquidos à temperatura ambiente, eles são ricos em AG insaturados. Em contraposição, as gorduras, por serem sólidas, possuem predominância de AG saturados. Quando alimentos ricos em lipídios são expostos por longos períodos ao oxigênio do ar, eles podem se deteriorar e tornar-se rançosos. Uma vez que são compostos por triacilgliceróis, que por sua vez são constituídos por ácidos graxos, a decomposição pode ser identificada pela presença de ácidos graxos livres, ou seja, o produto possui mais acidez. Assim, é importante sabermos o índice de acidez de um produto de modo a estarmos conscientes dos alimentos que ingerimos. I.1. DETERMINAÇÃO DE ÁCIDOS GRAXOS LIVRES E ÍNDICE DE ACIDEZ I.1.1. OBJETIVOS  Verificar a existência de ácidos graxos livres em óleos e gorduras  Pesquisar a quantidade deles nessas substâncias  Avaliar criticamente a conseqüência da presença de ácidos graxos livres nesses produtos. I.1.2. MATERIAIS I.1.2.a) Reagentes e soluções - solução de éter etílico e etanol 95%,( 2:1) - solução indicadora de fenolftaleína 1% - solução de hidróxido de sódio (NaOH) 0,1 M - óleo de soja para consumo I.1.2.b) Vidraria e instrumental - três erlenmeyers de 250 mL - bureta de 25 mL - suporte para bureta I.1.3. PROCEDIMENTOS EXPERIMENTAIS I.1.3.1. Pesou-se aproximadamente 28g da amostra de óleo em erlenmeyer de 250mL. Realizou-se o procedimento em triplicata. I.1.3.2. Adicionou-se a cada um dos erlenmeyers 50mL da solução éter-álcool (2:1) e três gotas do indicador fenolftaleína. I.1.3.3. Numa bureta contendo NaOH 0,1M titulou-se as soluções obtidas. I.1.3.4. Calculou-se o índice de acidez (Ia) da amostra. I.1.4. RESULTADOS E DISCUSSOES I.1.4.1. Os dados obtidos nos procedimentos forma organizados nas seguinte tabela. TABELA I.1.4.1 ERLENMEYER OLEO (g) A 28,3 ETER-ALCOOL (mL) 50 INDICADOR (gotas) 3 NaOH 0,1M (mL) 2,1 B 28,0 50 3 1,6 C 28,3 50 3 2,1 28,2 - - 1,93 I.1.4.2. O óleo de soja é o óleo de cozinha mais conhecido. Os chamados óleos vegetais são geralmente óleos de soja. A maior parte do óleo de soja é composto por gordura insaturada. Ácidos graxos poliinsaturados (ácido linolênico e linoléico), monoinsaturados (ácido olêico) e saturados (ácido palmítico e esteárico) correspondem, em média, a 61%, 25% e 15%, respectivamente. Os ácidos graxos são ácidos carboxílicos que apresentam uma característica que os diferenciam dos demais constituintes desse grupo: cadeias longas e insaturadas. Por serem ácidos carboxílicos, os ácidos graxos podem ser neutralizados por ação de uma base forte. Uma grande quantidade de ácidos graxos livres indica que o produto está em acelerado grau de deterioração. A principal conseqüência disso é que o produto torna-se mais ácido. Um elevado índice de acidez indica, portanto, que o óleo ou gordura está sofrendo quebras em sua cadeia, liberando seus constituintes principais: os ácidos graxos. E é por esse motivo que o cálculo desse índice é de extrema importância na avaliação do estado de deterioração (rancidez hidrolítica) do óleo ou gordura que consumimos. O índice de acidez corresponde à quantidade, em mg, de base necessária para neutralizar os ácidos graxos livres presentes em 1g de gordura. O Ia foi calculado pela seguinte formula: Ia = mg da base_ g de gordura Os valores utilizados foram a media em gramas da amostra e em mL do titulante. O índice de acidez foi igual a 7,73mg, ou seja, o óleo de soja utilizado para analise possui cerca de 7,7mg de NaOH por grama de óleo. Colocando o valor em porcentagem da massa total da amostra, temos um valor de 0,77% de base em 28,2g de óleo. Os limites aceitáveis de acidez de óleos comestíveis são de 0,007 a 0,07% da massa total da amostra. De acordo com a ABNT NBR, o valor limite de índice de acidez é de 0,8mg de base/grama de óleo. Assim, o óleo analisado apresenta um alto índice de acidez e estava impróprio para consumo. O óleo usado encontrava-se num recipiente aberto, e estava em contato com o ar há dias, concluindo-se uma relativa oxidação e rancidez eletrolitica, em função de seu contato com o ar ambiente, justificando uma alta deteriorização ou ácidos graxos livres, ou seja, um elevado índice de acidez. I.1.5 CONCLUSÃO Os dados encontrados para o índice de acidez do óleo de soja para consumo são relevantes. Mostra-nos que o óleo apresenta um grau muito alto de ácidos graxos livres, ou seja, um alto índice de acidez, sendo portanto impróprio para consumo podendo causar danos à saúde. I.2. PESQUISA DE INSATURAÇÃO E REAÇÃO COM O IODO I.2.1. OBJETIVOS  Pesquisar a presença de insaturações nas moléculas dos óleos e gorduras. I.2.2. MATERIAS I.2.2. a) Reagentes e soluções - óleo de soja - margarina fundida - solução de amido 1% - solução de lugol(1:10) (fonte de iodo) I.2.2. b) Vidraria e instrumental - dois tubos de ensaio - pipeta Pasteur I.2.3 PROCEDIMENTOS EXPERIMENTAIS I.2.3.1. Nomeou-se os tubos de ensaio de A e B. I.2.3.2. No tubo A adicionou-se 5mL de óleo de soja e no tubo B, adicionou-se 5mL de margarina fundida. I.2.3.3. Em cada tubo foi adicionado 10 gotas de lugol (1:10). I.2.3.4.Ferveu-se os tubo em banho-maria até notar-se o desaparecimento da cor característica do lugol. I.2.3.5. Esperou-se o resfriamento dos tubos à temperatura ambiente e adicionou-se 3 gotas da solução de amido em cada um. Observou-se. I.2.3.6. Como contraprova, adicionou-se em cada tubo algumas gotas de lugol. Observou-se. I.2.4. RESULTADOS E DISCUSSÕES I.2.4.1. Óleo e gorduras são constituídos por ácidos graxos. A principal diferença entre eles é explicada pelo grau de insaturação de suas cadeias estruturais. Os óleos geralmente são liquidos a temperatura ambiente, enquanto a margarina, exemplo de gordura é solida, no conceito químico, a margarina possui ponto de fusão mais elevado que o óleo. Mas como poderíamos explicar tal fato se ambos são constituídos pelo tipo de lipídio? Bem, o fato é que enquanto os óleos possuem grande quantidade de AG insaturados, suas cadeias não conseguem se organizar de maneira a aumentar a estabilidade, pois a presença de insaturações causa curvaturas na cadeia hidrocarbônica reduzindo o ponto de fusão. Já as estruturas regulares, ou seja sem insaturações,como as da gordura, apresentam-se de maneira estendida formando uma estrutura quase cristalina e estabilizada por interações hidrofóbicas. Nos procedimentos realizados, observou-se a diferença entre óleo e gordura, óleo de soja e margarina fundida, respectivamente. Sabe-se que o amido possui alto peso molecular e é capaz de formar complexos coloridos ao regair com o iodo (azul), aprisionando-o em sua rede estrutural. Na sequencia, viu-se que aos dois tubos, A e B, foram adicionados lugol, fonte de iodo e foram aquecidos até que a cor marron-alaranjado do lugol se dispersasse. Em seguida, adicionou-se amido às duas soluções e observou-se que no tubo contendo óleo, o amido não e dissolveu, formando algumas gotículas de cor quase translucida, já na margarina, observou duas fases distintas. O iodo adicionado ao óleo, fixou-se na cadeia, halogenando os ácidos e quebrando as ligações cis presentes nas cadeias, ou seja, o iodo não estava livre para ser „aprisionado‟ pelo amido, não formando assim, o complexo azul. A corroboração de tal fato pôde ser vista quando adicionou-se mais lugol, iodo, às soluções, cujas colorações foram azuis. Explicandose pela presença do amido livre, adicionado posteriormente no procedimento I.2.3.5. A ilustração abaixo mostra as mudanças de coloração. Fig. I.2.4 I.2.5. CONCLUSÃO Conclui-se que os óleos apresentam um grau bem maior de insaturações que as gorduras, justificando as diferenças em suas propriedades físicas e químicas. Ainda pôde-se concluir que os óleos podem perder as insaturações quando sofrem halogenação, como ocorreu com a fixação do iodo e quebra das ligações cis nos ácidos graxos, impedindo a reação entre iodo e amido. II – CARBOIDRATOS INTRODUÇÃO Os carboidratos talvez sejam as biomoléculas mais abundantes na natureza. Essas moléculas representam cerca de 75,5 % dos vegetais. A importância dessas biomoléculas para os seres vivos está no fato de que, além do armazenamento (amido, glicogênio) e fornecimento de energia (açúcares), elas podem exercer papel estrutural, oferecendo rigidez às cascas e polpas de algumas frutas (pectinas) e contribuindo para a conformação da parede celular vegetal (celulose). Comumente utilizamos o termo carboidrato como sinônimo de açúcar, substâncias estruturalmente simples,digeríveis e que, normalmente, apresentam sabor doce, utilizadas com muita freqüência na produção de alimentos. Porém, existem outros tipos de carboidratos, que fazem parte da constituição dos alimentos, mas que apresentam estrutura química mais complexa, podendo ser digeríveis ou não. Os carboidratos podem ser classificados de acordo com o tamanho e complexidade de sua cadeia, em monossacarídeos, dissacarídeos e oligossacarídeos. Os monossacarídeos constituem o grupo mais simples de carboidratos, sendo a maioria deles denominada açúcares simples. Essas moléculas podem apresentar de 3 a 8 átomos de carbono, mas os mais comuns em alimentos são os de 5 e 6 átomos. Todos os monossacarídeos apresentam o grupamento carbonila (-C=O). Quando esse grupamento está na extremidade da cadeia caracteriza-se o grupo funcional aldeído e o açúcar passa a ser denominado aldose. Se o grupamento carbonila estiver no meio da cadeia, caracterizando uma cetona, o açúcar passa a ser denominado cetose. Os monossacarídeos podem ser oxidados. A oxidação é sofrida pelo carbono do grupo carbonila, que é oxidado a carboxila. Tal carbono, assimétrico, é também chamado de carbono anomérico. Os dissacarídeos, constituídos por dois monossacarídeos, estão ligados por uma ligação glicosídica, que é formada quando o grupo hidroxila de um açúcar reage com o carbono anomérico de outra molécula de açúcar. Tal carbono, é o responsável pelo caráter redutor do açúcar, e uma vez que se compromete na ligação glicosídica, ele não pode mais ser oxidado. Contudo, pode-se reagir o composto com ácidos sob aquecimento de maneira a decompor o dissacarídeo e ativar seu poder redutor, uma vez que os monossacarídeos terão os carbonos livres para sofrer oxidação. Os oligossacarídeos são formados pela associação de 2 a 10 moléculas de monossacarídeos. Na molécula formada, os açúcares combinam-se através de ligações covalentes, as chamadas ligações glicosídicas. II. 1. PESQUISA DE POLISSACARIDEO: REAÇÃO COM O IODO II.1.1. OBJETIVOS  Obter informações sobre o tamanho e grau de ramificação da molécula de carboidrato através da reação com o iodo. II.1.2. MATERIAIS II.2.2. a) Reagentes e soluções - água destilada - solução de glicose 1% - solução de amido 1% - solução de hidróxido de sódio (NaOH) 1M - solução de acido clorídrico (HCl) 1M - solução de lugol (1:10) II.2.2. b) Vidraria e instrumental - três tubos de ensaio - pipeta Pasteur - pipetas de 2mL II.1.3. PROCEDIMENTOS EXPERIMENTAIS II.1.3.1. Nomeou-se os tubos de ensaio de A, B e C. II.1.3.2. No tubo A colocou-se 2mL de água destilada; no tubo B, 2mL da solução de amido e no tubo C, foram colocados 2mL da solução de glicose. II.1.3.3. Em seguida, em cada tubo adicionou-se 4 gotas de lugol (1:10). Observou-se. II.1.3.4. Adicionou-se ao tubo B 5 gotas de NaOH 1M. Observou-se. II.1.3.5. Em seguida, ao tudo B foi adicionado 5 gotas de HCl 1M. Observou-se. II.1.4. RESULTADOS E DISCUSSÕES II.1.4.1. Os dados foram organizados na seguinte tabela: TABELA II.1.4.1 ADIÇÕES A - AGUA DESTILADA B - AMIDO C – GLICOSE Lugol Amarelo cristalino Azul escuro Marron alaranjado NaOH - Quase transparente - HCl - Azul + Escuro - Polissacarídeos são moléculas de elevado peso molecular, cuja unidade fundamental são os monossacarídeos, principalmente a glicose. Representam grande importância na natureza. Podemos destacar o glicogênio, a celulose e o amido. O amido, polissacarídeo de extrema importância em alimentos, é produzido em grande quantidade nas folhas dos vegetais como forma de armazenamento dos produtos da fotossíntese, e é constituído por dois outros polissacarídeos estruturalmente diferentes: amilose e amilopectina. A molécula da amilose não apresenta ramificações e, no espaço, assume conformação helicoidal (forma de hélice). A ligação entre os átomos de carbono das unidades de glicose são do tipo alfa 1-4. A amilopectina apresenta estrutura ramificada, sendo que os "ramos" aparecem a cada 24-30 moléculas de glicose. A ligação entre as unidades de glicose também é do tipo alfa 1-4 na mesma cadeia. Porém, unindo duas cadeias aparecem ligações do tipo a 1-6. Moléculas de alto peso molecular (como a amilose e a amilopectina) podem sofrer reações de complexação, com formação de compostos coloridos. Um exemplo importante é a complexação da amilose e da amilopectina com o iodo, resultando em complexo azul e vermelho-violáceo, respectivamente. O aprisionamento do iodo dá-se no interior da hélice formada pela amilose. Como a amilopectina não apresenta estrutura helicoidal, devido à presença das ramificações, a interação com o iodo será menor, e a coloração menos intensa. A figura a seguir mostra as colorações obtidas para o amido. Figura II.1.4 Amido Amido e Lugol Amido, lugol e base Amido, lugol, base e acido II.1.5. CONCLUSÃO Conclui-se que o amido é de fato um oligossacarídeo, ou seja, é constituído por moléculas de alto peso molecular capazes de “aprisionar” o iodo em sua estrutura. A corroboração deu-se em função da coloração azul escuro ao reagir-se o amido com o lugol. II.2. PESQUISA DE AÇÚCARES REDUTORES: PROVA DE BENEDICT II.2.1. OBJETIVOS  Conhecer e identificar o poder redutor de alguns açúcares. II.2.2. MATERIAIS II.2.2. a) Reagentes e soluções II.2.2. b) Vidraria e instrumental - seis tubos de ensaio - pipeta Pasteur - pipetas de 1 e 2 mL - solução de amido 1% - solução de glicose 1% - solução de sacarose 1% - solução de frutose 1% - solução de hidróxido de sódio (NaOH) 6N - ácido sulfúrico (H2SO4) concentrado - água destilada - reativo de Benedict II.2.3. PROCEDIMENTOS EXPERIMENTAIS II.2.3.1. Nomeou-se os cinco tubos de ensaio: 1, 2, 3, 4 e 5. II.2.3.2. Em seguida, foram adicionadas as soluções nos tubos na seguinte ordem: (1) 1 ml da solução de amido (2) 1 ml da solução de sacarose (3) 1 mL da solução de glicose (4) 1 ml da solução de frutose (5) 1 ml de água destilada II.2.3.4. Em cada um dos tubos adicionou-se 2mL do reagente de Benedict. Observou-se a mudança de coloração. E os tubos foram colocados em banho-maria fervente por cinco minutos. Após esfriar à temperatura ambiente, observou-se novamente as mudanças ocorridas. II.2.3.5. Em um outro tubo de ensaio foi adicionado 1mL da solução de sacarose e mais quatro gotas de H2SO4 concentrado. II.2.3.6. Colocou-se o tubo para banho-maria por 1minuto. Observou-se as mudanças. II.2.3.7. Na sequencia foram adicionados 15 gotas de NaOH 6N e observou-se mudanças na coloração. Adicionou-se 2mL do reagente de Benedict, observou-se as ocorrências e foi novamente levado à banho-maria fervente por 5minuto. Observou-se novas mudanças na coloração da solução. II.2.4. RESULTADOS E DISCUSSÕES II.2.4.1. Os dados foram organizados na seguinte tabela: TABELA II.2.4.1 AMIDO SACAROSE GLICOSE FRUTOSE AGUA R. Benedict Azul cristalino Azul cristalino Azul cristalino Azul cristalino Azul cristalino Após aquecer Azul cristalino Azul cristalino Vermelho-tijolo Vermelho-tijolo Azul cristalino Acido/base e R.Benedict -- Amarelo Verde -- -- -- Após aquecer -- Vermelho-Tijolo -- -- -- As mudanças nas colorações das soluções nos tubos 3 e 4, glicose e frutose respectivamente, ocorrem devido o caráter redutor desses açucares, que são monossacarídeos redutores. Eles possuem carbonos anoméricos livres, também chamados de extremidade redutora. Os íons Cu2+ existentes em solução, devido adição de reagente de Benedict, sofrem redução para Cu+, justificando o caráter redutor dos monossacarídeos. Enquanto o amido e a sacarose, tubos 1 e 2 , continuam na coloração inicial, uma vez que são polissacarídeos e dissacarídeo, respectivamente. A sacarose não possui carbono anomericos livres. Ela é formada por dois monossacarídeos, a saber: glicose e frutose, que ao se ligarem por uma ligação glicosídica perdem a extremidade redutora. Os resultados dos procedimentos II.2.3.5 a II.2.3.7 , mostram que a solução de sacarose apresentou mudança de coloração idêntica à sofrida pela glicose e frutose mostradas na Tabela II.2.4.1. As cores amarelo e verde ( Fig. II.2.) apresentadas devem-se às interações entre base, acido e reagente de Benedict. Fig. II.2. A coloração vermelho-tijolo, mostra-nos a presença de monossacarídeos na solução, assim, a sacarose foi decomposta em seus constituintes, que por sua vez sofreram oxidação e reduziram o cobre na forma de precipitado avermelhado. II.2.5. CONCLUSÃO Conclui-se, com os procedimentos realizados, que o reagente de Benedict é de fato um indicador de açúcar redutor. Conclui-se ainda que os dissacarídeos podem ser quebrados em seus constituintes pela ação de um acido sob aquecimento, de forma a liberá-los em suas formas anoméricas para que possam reduzir cátions como o Cu2+. III – PROTEÍNAS INTRODUÇÃO As proteínas, assim como os polissacarídeos são polímeros de peso molecular geralmente muito elevado. A própria denominação que essas moléculas complexas receberam já indica sua grande importância para a manutenção e propagação da vida: o termo proteína vem do grego e significa o mais importante Elas estão presentes em todos os organismos vivos, onde atuam em diferentes papéis. Dentre eles podemos destacar: estrutura, transporte, defesa, nutrição e catálise. As enzimas são as proteínas catalisadoras no organismo. Elas constituem uma classe muito especial de proteínas e assumem grande importância na área de alimentos. Pertencentes ao conjunto mais numeroso e variado de proteínas, as enzimas são moléculas que aceleram (catalisam) reações que, sem elas, ocorreriam muito lentamente no organismo. As proteínas são formadas pelos aminoácidos, assim denominados porque apresentam tanto o grupo funcional característico das aminas, quanto o grupo que caracteriza os ácidos carboxílicos. Os aminoácidos ligam-se entre si através das chamadas ligações peptídicas. À seqüência de aminoácidos, unidos por ligações peptídicas, que acaba por originar uma proteína, dá-se o nome de estrutura primaria, que é extremamente importante porque dela dependem as funções biológicas das proteínas. Assim, em uma grande seqüência de aminoácidos, a troca de um deles por outro pode comprometer seriamente a atividade protéica. Em 1930, análises sofisticadas permitiram observar que as cadeias peptídicas não eram esticadas, como sugeria a estrutura primária conhecida até o momento, mas que elas eram torcidas, dobradas ou enroladas sobre si mesmas. Isso queria dizer que as proteínas apresentam uma estrutura espacial (tridimensional), uma conformação molecular. Essa conformação ficou conhecida como alfa-hélice e ela é formada pelo estabelecimento de interações do tipo ponte de hidrogênio. Apesar de a alfa-hélice ser a estrutura secundária mais simples, existem outras conformações possíveis. Um outro modelo que merece destaque é a beta conformação ou beta pregueada. Há ainda a estrutura terciaria, que permite que a molécula se dobre ainda mais e forma uma estrutura mais enovelada. Como podemos perceber, a diferença entre as estruturas secundária e terciária é muito clara. Enquanto a secundária deve-se às pontes de hidrogênio estabelecidas entre aminoácidos relativamente próximos entre si, a terciária se deve às interações entre os grupos laterais, freqüentemente entre aminoácidos situados a uma certa distância na estrutura primária. E são justamente essas interações que fazem com que as gigantescas moléculas protéicas enrolem-se e permaneçam dessa forma, essencial para o bom desempenho de sua atividade biológica. III. 1. DETERMINAÇÃO DO PONTO ISOELETRICO DA CASEÍNA III.1.1. OBJETIVOS  Reconhecer as proteínas como moléculas eletricamente carregadas  Analisar a influência do pH sobre a distribuição dessas cargas III.1.2. MATERIAIS III.1.2.a) Reagentes e soluções III.1.2.b) Vidraria e instrumental - solução de caseína - ácido acético 2M - ácido acético 1M - ácido acético 0,1M - ácido acético 0,01M III.1.3. PROCEDIEMNTOS EXPERIMENTAIS - nove tubos de ensaio - papel indicador universal - pipetas ou conta-gotas III.1.3.1. Numerou-se os nove tubos e foram adicionados os reagentes de acordo com o indicado na tabela abaixo: SUBSTÂNCIA 1 2 3 4 5 6 7 8 9 Água destilada 4,0 4,4 4,3 3,7 3,5 2,5 0,5 3,9 3,7 Ácido acético 0,01M 0,5 - - - - - - - - Ácido acético 0,1M - 0,1 0,2 0,8 - - - - - Ácido acético 1M - - - - 1,0 2,0 3,0 - - Ácido acético 2M - - - - - - - 0,8 1,0 TABELA III.1.3.1 III.1.3.2. Em seguida adicionou-se em cada tubo 0,5mL da solução de caseína, agitou-se sme faezr espuma e observou-se. III.1.3.3. Mediu-se o pH em cada solução e observou-se o grau de turbidez em cada tubo. Os dados foram organizados na seguinte tabela. RESULTADOS 1 2 3 4 5 6 7 8 9 Ph 5,0 5,0 3,0 4,5 4,0 3,5 3,0 3,5 4,0 Turbidez +++ +++ +++ + +++ ++ +++ +++ ++ TABELA III.1.3.2 A turbidez foi analisada de acordo com a seguinte escala: III.1.4. RESULTADOS E DISCUSSÃO Os aminoácidos apresentam dois grupos que são passíveis de sofrer protonação (adição de H) e desprotonação (retirada de H). Durante a ionização podem ser encontradas em três formas: positivamente carregada, negativamente carregada ou eletricamente neutra. Essas formas são encontradas em maior ou menor quantidade dependendo do pH em que a solução do aminoácido se encontra. Isso porque quanto menor o valor de pH, maior a concentração de íons H+ em solução e, conseqüentemente, maior a prevalência da forma positivamente carregada. Em contrapartida, quanto maior o valor de pH, menor a quantidade de íons H+ em solução, havendo prevalência da forma negativamente carregada. A forma eletricamente neutra só poderá existir, então, numa condição de pH intermediária à existência predominante da forma positiva e negativa do aminoácido. As proteínas também apresentam uma distribuição de cargas, que pode ser alterada em função do pH. O ponto onde a carga líquida total da molécula de aminoácido ou proteína é nula é tão importante, que recebeu uma denominação especial. Assim, o valor de pH onde existe equivalência entre as cargas positivas e negativas da molécula é denominado ponto isoeletrico. A existência de uma carga positiva ou negativa determina a interação com o meio aquoso, além de estabelecer um estado de repulsão entre as próprias moléculas de proteína, aumentando a interação com o solvente e, conseqüentemente, favorecendo a solubilidade. No ponto isoelétrico existe um equilíbrio entre o número de cargas positivas e negativas, o que gera uma situação em que as forças de repulsão entre as moléculas de proteína e as forças de interação com o solvente são mínimas. Assim, as proteínas vão formando aglomerados que, cada vez maiores tendem a precipitar. No procedimento realizado, com a caseina, pode-se afirmar então que o ponto isoeletrico, é possivelmente, aquele onde há maior grau de precipitação, de acordo com o que foi dito acima. Assim, a solução que apresenta maior grau de turbidez, caracterizando-se como a que possui maior precipitação, é a solução presente nos tubos 1, 2, 3, 5, 7 e 8, de acordo com os dados colhidos do experiemento realizado. III.1.5. CONCLUSÃO Conclui-se que as proteinas são moleculas eletricamente carregadas e que o pH influencia na distribuição dessas cargas. O ponto isoeletrico pode ser indicado como aquele onde há maior precipitação, pois há menor interação entre as particulas, uma vez que não há cargas influenciando intensamente. Assim, os objetivos foram alcançados com exito. III. 2. PROPRIEDADES GERAIS DAS PROTEÍNAS III.2.1. OBJETIVOS     Reconhecer as proteínas como moléculas eletricamente carregadas Analisar a influência do pH sobre essas cargas Reconhecer os grupamentos responsáveis pela solubilidade das proteínas em água Identificar os agentes que podem alterar essa solubilidade III.2. A. PRECIPITAÇÃO DE PROTEÍNAS POR ADIÇÃO DE SAIS NEUTROS (EFEITO DA FORÇA IÔNICA) III.2.A.1. MATERIAIS III.2.A.1.a)Reagentes e soluçõe - solução de clara de ovo e NaCl 1% (1:4) - solução saturada de sulfato de amônio [(NH4)2SO4] - solução de NaCl - água destilada III.2.A.1.b) Vidraria e instrumental - dois tubo de ensaio - pipetas plástica III.2.A.2. PROCEDIMENTOS EXPERIMENTAIS III.2.A.2.1. Em um tubo de ensaio adicionou-se 2mL da solução de clara de ovo. III.2.A.2.2. Em seguida adicionou-se, deixando-se escorrer pelas paredes do tubo, 2mL da solução saturada de sulfato de amonio. Observou-se. Misturou-se o conteudo por inversão e observou-se. III.2.A.2.3. Em um outro tubo de ensaio realizou-se os procedimentos anteriores trocando-se o (NH4)2SO4 por NaCl. Observou-se. III.2.A.3. RESULTADOS E DISCUSSÃO III.2.A.3.1 Ao adicionar-se sulfato de amonio à solução de clara de ovo, pôde-se notar três fases distintas na solução. Ao agitar-se por inversão, observou-se um precipitado branco. III.2.A.3.2. Na realização do mesmo procedimento, usando o sal NaCl, notou-se também formação de precipitado em menor escala que na utilização de sulfato de amonio, acompanhada por uma mudança na consistencia. Quando adicionamos sais neutros a uma solução, ocorre um aumento da força iônica do sistema. Assim, quando adicionamos pequenas quantidades de sal a uma solução contendo proteínas, as cargas provenientes da dissociação do sal passam a interagir com as moléculas protéicas, diminuindo a interação entre elas. Conseqüentemente, temos um aumento da solubilidade da proteína no meio aquoso. as interações proteína - proteína, favorecendo a solubilidade das mesmas. A esse fenômeno dá-se o nome de "salting-in". Outro fenomeno importante é o "salting-out", que ocorre quando acrescenta-se quantidades relevantes de sais neutro às solições de proteinas. A água, que apresenta um grande poder de solvatação, passa a interagir com as duas espécies: as proteínas e os íons provenientes da dissociação do sal. Porém, as moléculas de água apresentam maior tendência de solvatação de partículas menores (nesse caso, os íons). As moléculas de água, ocupadas em sua interação com os íons, "abandonam" a estrutura protéica. Como conseqüência, temos: maior interação proteínaproteína, diminuição da solubilidade em meio aquoso e, conseqüentemente, precipitação da proteína. É o resultado, por exemplo, da adição de solução saturada de sulfato de amonio e cloreto de sodio às soluções de clara de ovo. O sulfato de amonio reduziu ainda mais a solubilidade porque estava em concentração maior que o cloreto de sodio, ou seja, o sulfato de amonio produziu mais ions que o cloreto de sodio, e “ocupou” mais moleculas de agua que este. III.2.B. PRECIPITAÇÃO POR SAIS DE METAIS PESADOS III.2.B.1.MATERIAIS III.2.B.1.a) Reagentes e soluções III.2.B.1.b) Vidraria e instrumental - solução de clara de ovo - um tubo de ensaio - solução de (CH3COO)2Pb.3H2O a 20% - pipetas plásticas - água destilada II. 2.B.2. PROCEDIMENTOS EXPERIMENTAIS III. 2.B.2.1. Em um tubo de ensaio adicionou-se 1mL da solução de clara de ovo. III. 2.B.2.2. Adicionou-se em seguida 0,5mL da soluçaõ de acetato de chumbo e observou-se. Adicionou-se 5mL de agua destilada e observou-se. III.2.B.3.RESULTADOS E DISCUSSÕES III.2.B.3.1. Ao acrescentar acetato de chumbo à solução de clara de ovo notou-se forte e imediata precipitação, aparentando consistencia. Ao acrescer-se agua destilada, a solução dissolveu-se rapidamente, no entanto sem desfazer-se totalmente da turbidez. Os cátions de metais pesados como Cu2+, Fe2+ e Zn2+ formam precipitados insolúveis de proteínas. Essa precipitação é mais intensa quando o pH está acima do ponto isoelétrico. Isso porque, acima do pI, a carga líquida sobre a proteína é negativa, favorecendo a interação com os cátions provenientes do sal. Contudo, pode-se causar a precipitação de uma proteina abaixo do pI, por ação de acidos fortes. Pois abaixo do pI, a proteina aprsenta carga liquida total positiva, facilitando a interação da molecula com anions oriundo de acidos fortes. III.2.C. PRECIPITAÇÃO POR AÇÃO DO CALOR (DESNATURAÇÃO) III.2.C.1. MATERIAIS III.2.C.1.a) Reagentes e soluções III.2.C.1.b) Vidraria e instrumental - solução de clara de ovo - um tubo de ensaio - pipetas plásticas - bico de bunsen III.2.C.2. PROCEDIMENTOS EXPERIMENTAIS III.2.C.2.1. Adicionou-se ao tubo de ensaio 5mL da solução de clara de ovo e aqueceu-se o tubo na chama do bico de bunsen e observou-se o ocorrido. III.2.C.3. RESULTADOS E DISCUSSÃO III.2.C.3.1. A solução de clara de ovo, ao ser aquecida, adquiriu aos poucos uma consistencia visivel, conferindo carater solido à clara de ovo inicilamente liquida. Como foi dito na introdução, as proteinas possuem uma estrutura tridimensional bem definida, da qual dependem todas as suas funções e caracteristicas fisicas e quimicas, bem com o as biologicas. Contudo, tal estrutura é relativamente sensível à ação do calor, sofrendo desorganização das cadeias peptídicas, com conseqüente alteração conformacional. Esse fenômeno recebe o nome de desnaturação, e altera as estruturas quaternária, terciária e secundária da proteína sem afetar sua estrutura primária. A desnaturação promove alterações que diminuem a solubilidade da proteína, levando à sua precipitação. A clara de ovo, sofreu desnaturação, sofrendo alterações em suas estruturas. III.2.D. PRECIPITAÇÃO DE PROTEÍNAS POR SOLVENTES ORGANICOS III.2.D.1. MATERIAIS III.2.D.1.a) Reagentes e soluções III.2.D.1.b) Vidraria e instrumental - solução de clara de ovo - quatro tubos de ensaio - etanol (CH3CH2OH) 95% gelado - pipetas plásticas - acetona (CH3COCH3) gelada - cloreto de sódio (NaCl) sólido - água destilada III.2.D.2. PROCEDIMENTOS EXPERIMENTAIS III.2.D.2.1. Nomeou-se os tubos de ensaio: A, B, C e D. Adicionou-se 2mL de solução de clara de ovo em cada tubo. III.2.D.2.2. Em seguida, aos tubos A e B foram adicionados 4mL de etanol gelado e agitou-se a mistura levemente. Observou-se. III.2.D.2.3. Ao tubo A, foi acrescido uma pequena quantidade de NaCl solido e obsrevou-se. Adicionoi-se mais 6mL de agua destilada e observou-se. III.2.D.2.4. Aos tubos C e D foram adicionados 4mL de acetona gelada. Agitou-se e observou-se. III.2.D.2.5. Ao tubo C acresceu-se uma pequena quantidade de NaCl solido sob agitação e observou-se os efeitos. Adicionou-se agua destilada e observou-se o ocorrido. III.2.D.3. RESULTADOS E DISCUSSÃO III.2.D.3.1. Ao adicionar-se etanol gelado às soluções de clara de ovo presentes nos tubos A e B, notou-se a formação distinta de três fases na solução, em escalas de turbidez relativamente fracas, que se desfez em um único tom de turbidez ao agitar-se a solução. No tubo A, ao acrescer-se NaCl solido, notou-se maior intensidade na precipitação e ao adicionar-se agua viu-se algumas partes mais solidas na solução. III.2.D.3.2. Ao adicionar-se acetona gelada às soluções de clara de ovo contidas nos tubos C e D, notou-se a formação distinta de três fases na solução, em escalas de turbidez relativamente fracas, que se desfez em um único tom de turbidez ao agitar-se a solução. No tubo C, ao adicionar-se o sal NaCl solido, notou-se uma separação imediata em duas fases, formando um precipitado branco e uma fase transparente. Ao acrescentar agua, a fase transparente tornou-se turva. Geralmente as proteinas são mais soluveis em agua que em solventes organicos devido a elevada constante dieletrica da agua. Assim, quando em meio organico ( solventes organicos), as proteina apresentam uma interação proteina-proteina maior que proteinapsolvente e precipitam. Quando utilizados em temperaturas baixas, são bastante úteis na separação de misturas de proteínas. Sob temperaturas mais elevadas esses solventes podem causar desnaturação por rompimento das pontes de hidrogênio e estabelecimento de interações apolares, importantes na manutenção da conformação protéica. O ocorrido nos procedimentos com etanol e acetona, vimos a precipitação da clara de ovo, lembremo-nos que os solventes estavam gelados, confirmando a influencia da temperatura em tal experimento. Quanto à adição de sais, sabemos, como foi dito no item III.2.A.3., que os sais causam a precipitação de proteinas, assim, a presença de NaCl, acentuou a precipitação da proteina. III.2.3. CONCLUSÃO Conclui-se que as proteinas, podem de fato, existir sob formas eletrica ou neutramente carregadas, cuja formas podem sofrer alterações de acordo com a variação de pH, que em conjunto podem inferir na solubilidade de uma proteina. Conclui-se ainda que a solubilidade e a capacidade de precipitação das proteinas sofrerem influencias de outros fatores como adição de sais, solvente organicos, alterações de temperatura, bem como de acidos e bases. CONSIDERAÇÕES FINAIS A realização desta bateria de praticas foi de suma importancia a meu desenvolvimento. Não só nos conteudos do componente Bioquímica, mas em todo meu desempenho academico. Contribuiu de maneira extensiva e reflexiva, de modo que os aprendizados novos reforçaram os velhos e implantaram capacidades de observar e realizar procedimentos indispensaveis a uma boa formação, de acordo com o que se espera de um profissional na area em que me formo. As alterações ou falta de alterações nos procediementos causaram um certo grau de independencia e cresciemnto interior. O sistema em que realizou-se as praticas, em equipes, foi essencial tambem para o aprendizado, uma vez a interação com colegas traz um crescente grau de desempenho, bem como auxilo na resolução de problemas advindos. Desde já, explicito que os resultados encontrados foram fielmente descritos aqui, de modo que, mesmo em face de alguns resultados contraditorios com a literatura, as conclusões e observações foram reportadas e colocadas neste relatorio. Ademais, o desenvolvimento geral foi progressivo e importante para meu aprendizado. REFERENCIAS CAMPBELL, M.K. Bioquímica. 3ª ed. Porto Alegre, Artmed. 2000. 752p. LEHNINGER, A.L. Principios de Bioquímica . 3ª ed. , São Paulo. 2002. 725p. http://www.biotecnologia.com.br/revista/bio19/19_5.pdf http://www.fcfar.unesp.br/alimentos/bioquimica/guia_praticas.htm . Acesso em Julho 2010.