Transcript
FURB – FUNDAÇÃO UNIVERSIDADE DE BLUMENAU
CENTRO DE CIÊNCIAS DA SAÚDE
DEPARTAMENTO DE ODONTOLOGIA
Acadêmico: Antônio Guarrilha Junior
Monira Pioli
Talita Grahl
Victor Henrique lucas
Disciplina: Bioquimica
Curso: Odontologia - I semestre
Professora: Ana L. B. Zeni
Relatório de
Aulas
Práticas
SUMÁRIO
1. pH e
indicadores......................................................
..........pag.04
1.
Introdução.......................................................
..................pag.04
2. Materiais e
métodos.........................................................p
ag.04
3. Resultados e
discussões.................................................pag.05
4.
Conclusões.......................................................
.................pag.07
2.
Carboidratos......................................................
.................pag.09
1.
Introdução.......................................................
..................pag.09
2. Materiais e
métodos.........................................................p
ag.10
3. Resultados e
discussões................................................pag.11
4.
Conclusões.......................................................
................pag.14
3.
Lipídios..........................................................
......................pag.15
1.
Introdução.......................................................
...................pag.15
2. Materiais e
métodos..........................................................
pag.15
3. Resultados e
discussões.................................................pag.16
4.
Conclusões.......................................................
.................pag.18
4.
Proteínas.........................................................
....................pag.19
1.
Introdução........................................................
...................pag.19
2. Materiais e
métodos..........................................................
pag.19
3. Resultados e
discussões..................................................pag.2
0
4.
Conclusões.......................................................
..................pag.23
5.
Aminoácidos.......................................................
................pag.24
1.
Introdução.......................................................
...................pag.24
2. Materiais e
métodos..........................................................
pag.25
3. Resultados e
discussões..................................................pag.2
5
4.
Conclusões.......................................................
..................pag.26
6.
Enzimas...........................................................
....................pag.27
1.
Introdução.......................................................
...................pag.27
2. Materiais e
métodos..........................................................
pag.27
3. Resultados e
discussões..................................................pag.2
8
4.
Conclusões.......................................................
..................pag.30
Referências.........................................................
......................pag.31
1. pH E INDICADORES
1. INTRODUÇÃO
O Potencial Hidrogeniônico (pH) consiste num índice que indica a
acidez, neutralidade ou alcalinidade de um meio qualquer.
As substâncias em geral, podem ser caracterizadas pelo seu valor de pH,
sendo que este é determinado pela concentração de íons de Hidrogênio (H+).
Quanto menor o pH de uma substância, maior a concentração de íons H+ e
menor a concentração de íons OH-.
"o pH de uma solução aquosa pode ser medido
aproximadamente usando-se vários corantes indicadores
como, litmus, fenolftaleína e fenol vermelho, os quais
sofrem transformações coloridas sempre que um próton
dissocia-se da molécula dos mesmos."
(LEHNINGER, NELSON E COX, 1993, pg. 69)
Na aula prática de pH e indicadores foram realizados experimentos como
objetivo de determinar o pH de amostras mediante uso de indicadores e
produzir um indicador a partir do repolho roxo.
Relevantes observações notadas nas experiências foram os resultados de
acidez e alcalinidade das varias substancias medidas, onde um pH acima de 7
é tido como básico e abaixo de 7 como ácido sendo que a medida 7 representa
sua neutralidade.
1.2 MATERIAIS E MÉTODOS
Nesta determinada aula prática foi usado diversos materiais, dos quais
serão citados a seguir:
a) Indicadores: tornassol, fenolftaleína, papel universal, pHmetro e
substrato retirado do repolho roxo.
b) Soluções: NaOH, HCl, H2O, CH3COOH, NH4OH e uma solução de livre
escolha, entre coca – cola, detergente, café, suco de fruta, xampu,
chá e amônia, no qual optamos pelo uso da coca – cola.
c) Materiais laboratoriais: tubos de ensaio, estante, Becker, folhas
de gaze, vidro relógio, fogareiro com bico de buzo, pipeta.
Para a execução das experiências foram realizados diversos
procedimentos.
Em um primeiro momento foi retirada uma pequena porção de repolho
roxo, adicionada a um Becker e fervido até liberar a cor. A solução foi
posta em repouso por um período de 30 minutos aproximadamente e filtrada em
um pedaço de gaze logo após esse período, sendo usado como indicador de pH,
onde em soluções ácidas adquiri de coloração vermelha e soluções básicas
coloração de azul a verde.
Em procedimentos seguintes foram identificados ácidos e bases através
do uso de indicadores:
I – foram dispostos em vidro relógio pedaços de papel indicador
tornassol e papel universal, onde foram gotejadas com auxilio de pipetas as
soluções escolhidas. Observou-se a coloração dos papeis para obtenção e
registro dos resultados.
II – através do indicador líquido fenolftaleína de 2 a 5 gotas
adicionadas a 2 ml das soluções em um tubo de ensaio, observou-se a
coloração adquirida pelas soluções para registro dos resultado.
III – usando o indicador do repolho roxo, foi repetido todo o
procedimento anterior.
IV – utilizando a Coca-Cola como solução obtivemos o resultado de pH
da mesma, através do uso do pHmetro.
1.3 RESULTADOS E DISCUÇÕES
Experiência - I
"Solução "Coloração do papel "Coloração do papel "
" "tornassol "universal "
"NaOH "Azul (base) "13 "
"HCl "Vermelho (ácido) "0 "
"H2O "Vermelho (ácido) "4 "
"CH3COOH "Vermelho (ácido) "5 "
"NH4OH "Azul (base) "9 "
As substancias que obtiveram coloração vermelha no papel tornassol e
numeração abaixo de 7 no papel universal (HCl, H2O, CH3COOH), são
consideradas com pH ácido por apresentarem maior concentração de ións de
hidrogênio H+. Já as substancias que obtiveram coloração azul no papel
tornassol e numeração maior que 7 no papel universal (NaOH, NH4OH), são
consideradas bases, portanto apresentam maior concentração de OH-.
Experiência - II
"SOLUCÃO "Coloração da fenolftaleína "
"NaOH "Vermelho (8,0 - 10,0) "
"HCl "Incolor "
"H2O "Incolor "
"CH3COOH "Incolor "
"NH4OH "Vermelho (8,o – 10,0) "
Neste experimento foi usado um indicador, a fenolftaleína, onde sua
característica em solução acida é incolor, e em solução básica vermelho
(8,0 – 10,0). Desta forma as soluções HCl, H2O e CH3COOH são Básicas, pois
o resultado foi Incolor, e as soluções NaOH e NH4OH coloração vermelha,
solução acida.
Experiência – III
"SOLUCÃO "Coloração do repolho roxo "
"NaOH "Verde "
"HCl "Rosa forte "
"H2O "Roxo "
"CH3COOH "Rosa "
"NH4OH "Verde "
Nesta experiência, utilizamos como indicador o repolho roxo.
Analisando os resultados dos níveis de acidez, observa-se que as soluções
onde a coloração foi verde, era básicas, e as soluções em rosa e rox,o
indica um pH mais acido.
Experiência - IV
"SOLUCAO "Papel Tornassol "Papel Universal "
"Coca-cola "Vermelho (Acido) "2 "
Observamos que a Coca-cola é uma substancia acida, pois a coloração
indicada no papel tornassol vermelho e no papel universal pH 2 indicaram
sua acidez.
Medimos através do pHmetro as soluções NaOH, HCl, H2O, CH3COOH, NH4OH.
"SOLUCAO "pHmetro "
"NaOH "12.6 "
"HCl "0 "
"H2O "4.0 "
"CH3 COOH "2.5 "
"NH4OH "9.8 "
O pHmetro ou medidor de pH é um aparelho usado para medição de pH,
mais preciso. Nessas soluções medidas, as acidas foram HCl, H2O e CH3COOH,
sendo que o pH foi menor que 7, e as básicas NaOH e NH4OH, pH maior que 7.
1.4 CONCLUSÃO
Observando as experiência realizadas, e os resultados em cada uma
delas, podemos concluir que a medição de pH sendo através do papel
tornassol ou universal observando a coloração destes, ou também com o uso
do pHmetro para ter uma medição de forma mais precisa, assim, identificar
as soluções acida ou básicas, é importante para a manutenção da vida, como
Lehninger, Nelson e Cox (1995), citam que, o pH afeta a estrutura e a
atividade das macromoléculas biológicas como, por exemplo, a atividade
catalítica das enzimas.
O pH também é usado para identificar doenças, através da medição dos
níveis de pH do sangue e urina.
2. COLORAÇÃO DE CARBOIDRATOS
2.1. Introdução
Os carboidratos são as biomoléculas mais abundantes na natureza,
apresentam como fórmula geral: [C(H2O)]n, daí o nome "carboidrato", ou
"hidratos de carbono" e são moléculas que desempenham uma ampla variedade
de funções, entre elas: fonte de energia, reserva de energia, estrutural e
matéria prima para a biossíntese de outras biomoléculas.
" Os animais podem sintetizar alguns carboidratos a partir
de gorduras e proteínas, porém a maior parte dos
carboidratos animais originam-se fundamentalmente, de
plantas"
(MURRAY, GRANNER, MAYES, RODWELL, 2002, pg. 149)
Os carboidratos podem ser classificados em monossacarídeos,
dissacarídeos, oligossacarídeos e polissacarídeos.
Os monossacarídeos, também chamados de açúcares simples, consistem
numa só unidade cetônica. O mais abundante é o açúcar de seis carbonos D-
glucose; é o monossacarídeo fundamental de onde muitos são derivados. A D-
glucose é o principal combustível para a maioria dos organismos e o
monômero primário básico dos polissacarídeos mais abundantes, tais como o
amido e a celulose.
São carboidratos ditos glicosídeos, pois são formados a partir da
ligação de 2 monossacarídeos através de ligações especiais denominadas
"Ligações glicosídicas". A ligação glicosídica ocorre entre o carbono
anomérico de um monossacarídeo e qualquer outro carbono do monossacarídeo
seguinte, através de suas hidroxilas e com a saída de uma molécula de água.
São os carboidratos complexos, macromoléculas formadas por milhares de
unidades monossacarídicas ligadas entre si por ligações glicosídicas,
unidas em longas cadeias lineares ou ramificadas. Os polissacarídeos
possuem duas funções biológicas principais, como forma armazenadora de
combustível e como elementos estruturais.(Harper, pg,149)
Na aula prática de coloração de carboidratos, tivemos como objetivo
identificar através de vários reagentes os hidratos de carbono nas
substâncias, os hidratos de carbono redutores e desvendar qual a solução
problema proposta nas experiências.
2.2. Materiais e métodos
Vários materiais foram utilizados nestes experimentos:
a) reagentes: solução de hidratos de carbono, reagentes de Molisch
(naftol 5% em álcool), ácido sulfúrico concentrado, reagentes de Lugol (5g
de iodo + 10g de iodeto de potássio em 10ml de agua), reagente de Benedict
e reativos de Barfoed.
b) soluções: água, glicose, sacarose, amido, frutose, lactose, matose
e uma solução problema.
c) vidrarias e instrumentais: tubos de ensaio, estante, fogareiro com
bico de buzo, pipetas, conta gotas.
Cada experiência teve seus próprios passos e métodos:
I. No primeiro momento foi realizada experiência usando-se o reagente
de Molisch. Foram preparados 5 tubos com soluções diferentes e
acrescentados 2 gotas de reativo de Molisch. No passo seguinte foi agitado
os tubos e adicionado 2ml de ácido sulfúrico concentrado em cada tubo, para
observar e interpretar os resultados obtidos.
II. No segundo experimento foi utilizado o reagente de Lugol. Foram
preparados 6 tubos com soluções de agua, glicose, sacarose, amido, pequena
fração de algodão com agua e a solução problema, e acrescentado 2 gotas de
reagente de Lugol. Foi observado, aquecido, resfriado e novamente observado
para podermos obter os resultados positivos nas soluções que continham
amido.
III. Identificação de hidratos de carbono redutores foi nosso passo
seguinte, onde foram preparados 7 tubos de ensaio com água, glicose,
frutose, sacarose, amido, lactose e a solução problema. Adicionados aos
tubos o reagente de Benedict. Aquecidos por mais ou menos 5 minutos em
banho-maria fervente, foram observados e analisados os resultados para
carboidratos redutores.
IV. Agora fazendo uma reação com Barfoed, para monossacarídeos
redutores, foram utilizados 5 tubos com glicose, maltose, amido, água
destilada e a solução problema. A 2,5ml do reativo de Barfoed foi
adicionado 1ml de cada solução a ser testada. Fervendo durante 1 minuto em
banho maria, todas as soluções foram comparadas com a do tubo branco que
continha água destilada. Os resultados revelaram os monossacarídeos
redutores.
V. Em um último experimento fizemos a inversão da sacarose. Em um tubo
de ensaio foi pipetado 5ml de solução de sacarose e acrescentado 0,5ml de
HCl. Fervido por 2 minutos deixamos reservado. O HCl rompe a ligação
glicosídica, assim separamos a glicose e a frutose.
Para termos a certeza do rompimento das moléculas em outro tubo de
ensaio pipetamos 2ml do reativo de Benedict. Adicionando 0,5ml da sacarose
já invertida, fervemos e observamos o aparecimento de um precipitado
vermelho-tijolo.( Roteiro de aulas práticas).
2.3 Resultados e discussões
Experimento I:
Para a reação com o reagente e Molisch tivemos os seguintes resultado:
a) Para I ml de água o resultado foi negativo.
b) Para I ml de glicose 0,I M, o resultado foi positivo.
c) Para I ml de sacarose 0,I M, o resultado foi positivo.
d) Para I ml de amido 0,I %, o resultado foi positivo.
e) Na solução problema o resultado final também foi positivo.
Os ácidos concentrados causa a desidratação de monossacarídeos. As
pentoses dão como produto final o furfural, e as hexoses o
hidroximetilfurfural. Estes derivados se condensam com o alfa-naftol,
originando produtos coloridos. Se um oligossacarídeo ou polissacarídeo
estiver presente, ele é primeiro hidrolisado em seus monossacarídeos
constituintes, que são então desidratados. Essa reação é considerada geral
para os carboidratos, e não é específica pois se processa com outras
substâncias.
O surgimento de um anel de coloração lilás estável indica que houve
formação de furfurais, revelando a presença de açúcares na amostra. Assim
nas soluções onde o resultado foi positivo obteve-se este anel revelando
estes açucares.(roteiro de aulas práticas).
Experimento II
Resultados para reação com Lugol:
a) I ml de agua, resultado negativo.
b) I ml de glicose 0,I M, resultado negativo.
c) I ml de sacarose 0,I M, resultado negativo.
d) I ml de amido 0,I %, resultado positivo (coloração azul)
e) Solução problema, resultado negativo.
f) pequena fração de algodão com I ml de água, resultado negativo.
Como o Lugol não reage com monossacarídeos, dissacarídeos e celuloses,
nas reações com agua, glicose, sacarose, e também na solução os resultados
foram negativos. Na presença do amido a coloração se tornou azul, dando um
resultado positivo, sabendo-se que este reagente que é a base de iodo reage
com polissacarídeos.
Desta maneira obtivemos a primeira resposta para nossa solução
problema, onde descobrimos que ao grupo de polissacarídeos ela não
pertencia.(roteiro de aulas práticas)
Experimento III
Resultados na identificação de hidratos de carbono redutores com
reagente de Benedict:
a) I ml de água, resultado negativo (coloração azul).
b) I ml de glicose 0,I M, resultado positivo (coloração telha).
c) I ml de frutose 0,I M, resultado positivo (coloração telha).
d) I ml de sacarose 0,I M, resultado negativo (coloração azul).
e) I ml de amido 0,I%, resultado negativo (coloração azul).
f) I ml de lactose 0,I M, resultado positivo ( coloração telha).
g) solução problema 1ml, resultado positivo ( coloração telha).
Os carboidratos redutores possuem grupos aldeídos ou cetonas livres ou
potencialmente livres, sofrendo oxidação em solução alcalina de íons
metálicos como o cobre. Os íons cúpricos (Cu++) são reduzidos pela
carbonila dos carboidratos a íons cuprosos(Cu+) formando o óxido cuproso,
que tem cor vermelho tijolo.
(intermed99.vilabol.uol.com.br/bioquimica2.html).
O carboidratos redutores são monossacarídeos e somente alguns
dissacarídeos. A sacarose que é um dissacarídeo, não sofre oxidação porque
possui dois carbonos anoméricos envolvidos na ligação glicosídica.
Obtivemos a nossa segunda descoberta referente a solução problema,
pois como o resultado foi positivo para a reação dando a coloração telha,
agora sabemos que ou ela é um monossacarídeo ou um .(roteiro de aulas
praticas).
Experimento IV
Reação de Barfoed, resultados:
a) solução de glicose I%, resultado positivo ( monossacarídeo
redutor).
b) solução de maltose I%, resultado negativo.
c) solução de amido I%, resultado negativo.
d) água destilada, resultado negativo.
e) solução problema, resultado positivo (monossacarídeo redutor).
Este teste foi parecido com o teste anterior. A diferença é que, como
o reagente de Barfoed é fracamente ácido apenas os monossacarídeos
obtiveram o resultado positivo para açucares redutores.
Com esse teste descobrimos o resultado final para nossa solução
problema, a qual tendo o resultado positivo ficou claro que ela pertence ao
grupo de monossacarídeos redutores. Para adiantar nossa experiência nos foi
dito qual era a solução. Assim ficamos sabendo que a solução era de
frutose.(roteiro de aulas praticas).
Experimento V
Inversão da sacarose, resultados:
a) quando adicionamos HCl a sacarose obtivemos o rompimento da ligação
glicosídica. Assim a glicose e a frutose ficaram separadas.
b) no segundo passo, adicionamos à solução de sacarose já invertida o
reagente de Benedict, o qual obtivemos resultado positivo para açucares
redutores, pois a frutose e a glicose separadas são monossacarídeos, assim
nossa coloração com o reagente de Benedict fico cor telha.
A sacarose por si só não é um açúcar redutor, pois possui dois
carbonos anoméricos em sua ligação glicosídica. Quando através do HCl,
rompemos essa ligação, obtivemos a glicose e a frutose separadas as quais,
desta forma são açucares redutores.
2.4 Conclusões
Ao término de todas nossas experiências, podemos concluir que
obtivemos os resultados desejados no início.
Conseguimos através do Molisch identificar a presença de carboidratos
nas substâncias, com o Lugol identificar a presença de amido, com o
Benedict os açucares redutores (mono e dissacarídeos), com o Barfoed os
monossacarídeos redutores, e ao final obtivemos a inversão da sacarose
através da adição de HCl na mesma.
Esta aula prática facilitou em grande escala o entendimento sobre
monossacarídeos, dissacarídeos e polissacarídeos, seus tipos de ligação, e
as reduções oxidativas nos açucares.
Todos os experimentos ocorreram de uma forma tranquila, sem grandes
problemas, onde conseguimos fazer os testes uma vez só, sem repetições.
3 LIPÍDIOS
3.1 Introdução
Os lipídios, também chamados de gorduras, são biomoléculas orgânicas
compostas, principalmente, por moléculas de hidrogênio, oxigênio, carbono.
Fazem parte ainda da composição dos lipídios outros elementos como, por
exemplo, o fósforo. Os lipídios possuem a característica de serem
insolúveis na água. Porém, são solúveis nos solventes orgânicos (álcool,
éter, benzina, etc).
" Os lipídios são constituintes importantes da dieta não
só pelos seus elevados valores energéticos mas também
pelas vitaminas lipossolúveis e ácidos graxos essenciais
contidos na gordura dos alimentos naturais".
(MURRAY, GRANNER, MAYES, RODWELL, 2002, pg. 160)
Os lipídios possuem várias funções como isolantes elétricos, valores
energéticos, composição de algumas membranas celulares, isolantes térmicos
e facilitação de algumas reações químicas no organismo como: hormônios
sexuais, vitaminas lipossolúveis (vitaminas A, K, D e E) e as
prostaglandinas.
Segundo Mayes (ibid, pg. 160), os lipídios são classificados em
simples, que seriam as gorduras e as ceras, e os complexos, que são os
fosfolipídios, glicolipídios, sulfolipídios e os aminolipídios.
A aula prática de lipídios teve como objetivo, observar a solubilidade
dos lipídios, observar a formação de sabões e por último, observar métodos
qualitativos de caracterização de lipídios importantes para os organismos
vivos.
3.2 Materiais e métodos
Os materiais usados nos testes foram:
a) reagentes: lecitina, clorofórmio, água, reativo de Hübl, etanol e
NaOh
b) soluções: ácido oléico, ácido esteárico.
c) vidrarias e instrumentais: tubos de ensaio, espátula, conta gotas,
fogareiro com bico de buzo e algodão.
Métodos utilizados:
I. no teste de solubilidade foram adicionados a 2 tubos de ensaio uma
ponta de espátula de lecitina. No tubo nº 1 foi adicionado água e no tubo
nº 2 adicionamos clorofórmio. Observando e analisando os tubos anotamos a
solubilidade ou não de cada substância testada.
II. no segundo teste, fizemos a diferenciação entre ácidos graxos
saturados e insaturados onde distribuímos os reagentes em 4 tubos. Um tubo
com clorofórmio, outro com ácido oléico, outro com ácido esteárico e outro
com lecitina e clorofórmio. A seguir, adicionamos aos 4 tubos, uma gota de
reativo de Hübl, onde agitamos e observamos as reações, assim prosseguimos
adicionando sempre uma gota até que chegasse a marca de 5 gotas, onde
obtivemos os resultados de saturações e insaturações.
III. no último teste fizemos a saponificação de ácidos graxos. Em um
tubo de ensaio que já continha 1 espátula de lipídio, acrescentamos 2 ml de
NaOH 10N, e 10 ml de etanol absoluto. Fechamos o tubo com algodão e
misturamos bem as soluções.
O próximo passo foi botar em banho maria, fervente onde agitamos
ocasionalmente até a formação de uma pasta. Depois de todo este processo
obtivemos o produto desejado da saponificação.(Roteiro de aulas práticas)
3.3 Resultados e discussões
Experimento I
"Reagente "TUBO 1 "TUBO 2 "
"Lecitina "1 ponta de espátula "1 ponta de espátula "
"Clorofórmio "---- "2 ml "
"Água "2 ml "---- "
a) no teste com o tubo nº1, a lecitina não solubilizou com a água.
b) no teste com o tubo nº2, a lecitina solubilizou com o clorofórmio.
Os lipídios devido a sua natureza apolar são geralmente insolúveis em
água solúveis em solventes apolares. Neste experimente podemos concluir
esta afirmação com os resultados obtidos acima.(roteiro de aula prática).
Experimento II
"SOLUÇÕES "TUBO 1 "TUBO 2 "TUBO 3 "TUBO 4 "RESULTADOS "
"Padrão de "2ml "---- "---- "1,5 ml "Saturado "
"cor " " " " " "
"(clorofórmi" " " " " "
"o) " " " " " "
"Sol. Ácido "---- "2ml "---- "---- "Insaturado "
"oléico " " " " " "
"Sol. Ácido "---- "---- "2ml "---- "Saturado "
"esteárico " " " " " "
" Lecitina "---- "---- "---- "0,5ml "Insaturado "
Os ácidos graxos insaturados adicionam o iodo as ligações duplas
tornando-se saturados. O vermelho róseo que se observa no tubo que contém
somente clorofórmio é a cor característica das soluções em que o iodo se
encontra na forma livre.
Na experiência notamos que as soluções onde se perde a cor e o tom de
rosa fica cada vez mais fraco, são as soluções ditas insaturadas, que foi o
caso do ácido oléico e da lecitina. No ácido esteárico e no clorofórmio por
manter a cor forte, determinou-se soluções saturadas. Este teste foi feito
com o reativo de Hübl, que tem por característica tons de rosa forte para
saturados e tons fracos para insaturados.( Roteiro de aulas práticas)
Experimento III
Neste experimento obtivemos os seguintes resultados:
Com os lipídios complexos hidrolisados em meio alcalino no processo de
saponificação obtivemos a separação do glicerol do ácido graxo, onde o
glicerol é a parte liquida e o ácido graxo a pasta de sabão obtida.
3.4 Conclusões
Podemos concluir no final dos testes que os ácidos graxos na sua
maioria são insolúveis em água, e podem ser saturados ou não. No final
descobrimos o que acontece no "mistério" da saponificação, onde nossos
avós faziam e nós olhávamos e não entendíamos o que acontecia. Hoje temos a
explicação cientifica deste processo que se chama hidrolise de lipídeos
complexos em meio alcalino.
Os resultados que obtivemos foram os esperados e tudo ocorreu de forma
tranquila. Foram experimentos rápidos, realizados em uma hora mais ou
menos. Concluímos que os lipídios são muito importantes para a energia das
nossas células entre outras funções, e também que são eles os grandes
responsáveis por as pessoas engordarem, sendo armazenados em nosso tecido
adiposo.
4. CARACTERIZAÇÃO DE PROTEÍNAS
4.1 INTRODUÇÃO
As são compostos orgânicos de alto peso molecular, formadas pelo
encadeamento de aminoácidos. Representam cerca do 70% do peso seco da
célula sendo, portanto, o composto orgânico mais abundante de matéria viva.
Tem papel também na nossa informação genética, expressa como
proteínas.
"Para cada proteína existe um segmento de DNA (um gene)
que guarda a informação, especificando sua sequência de
aminoácidos"
(LEHNINGER, NELSON, COX , 1995, pg. 99)
O Objetivo da aula prática de caracterização de proteínas, foi o de
realizar diversos experimentos com a finalidade de se observar a
desnaturação das proteínas através de diversos métodos, sendo eles por ação
do calor, por ação de ácidos e álcalis fortes, por reação com metais
pesados, por reação com reagentes alcalóides ou por ação de solventes
orgânicos.
4.2 MATERIAIS E MÉTODOS
Na execução destes experimentos foram usados os seguintes materiais:
d) Proteína: albumina bovina.
e) Soluções reagentes: HCl (ácido clorídrico) concentrado, NaOH 12N
(hidróxo de sódio), solução diluída de CuSO4(sulfato de cobre) a
0,5%, solução diluída de FeCl3(percloreto férrico) a 0,5%, solução
diluída de acetato de chumbo a 1%, solução diluída de ácido pícrico
a 0,25%, solução de ácido tricloroacético a 10%, acetona e butanol.
f) Materiais laboratoriais: tubos de ensaio, estante, pipeta, bico de
Bunsen.
O método aplicado para a obtenção dos devidos resultados se deu por
meio de atividades práticas.
A primeira atividade organizada foi a de observação da desnaturação de
2 ml da solução da proteína pela ação do calor, aquecendo-a diretamente na
chama.
A segunda, por reação de ácidos e álcalis fortes, foi realizada com a
adição de 2 ml de solução de albumina bovina, cuidadosamente, em um tubo de
ensaio contendo HCl concentrado e em um segundo tudo contendo NaOH 12N.
Em uma terceira prática, por reação de metais pesados, foram
preparados 3 tubos de ensaio contendo 2 ml de solução de albumina bovina em
cada um. No primeiro tubo, foi gotejado solução diluída de CuSO4(sulfato de
cobre) a 0,5% até ocorrer a precipitação. No segundo tubo, foi realizado o
mesmo procedimento, porém, com a solução diluída de FeCl3(percloreto
férrico) a 0,5%. E no terceiro tubo o procedimento se deu da mesma maneira
anterior, no entanto, com a solução diluída de acetato de chumbo a 1%.
Na quarta prática a desnaturção foi dada por reagentes alcalóides, com
o preparo de 2 tubos de ensaio contendo 2 ml de solução de albumina bovina.
Adicionando ao primeiro tubo, por meio de gotejamento lento, solução
de ácido píprico a 0,25%, e ao segundo tubo, foi realizado de mesma
maneira, no entanto, com a solução de ácido tricloroacético a 10%, ambos
até que um excesso de reagente seja adicionado.
A quinta e última atividade foi realizada para a observação da
desnaturação por ação de solventes orgânicos, onde foi adicionado a um
primeiro tubo 2 ml de acetona, e a outro tudo 2 ml de butanol e logo após
acrescentado 2 ml de solução de albumina bovina e homogenizado cada um dos
tubos, observando a intensidade de precipitação de cada tubo.
4.3 RESULTADOS E DISCUSSÕES
Experiência – I
Com a experiência obtivemos a formação de um coágulo branco no fundo
do tubo de ensaio, formado por proteína desnaturada.
Essa desnaturação se dá pela quebra das diversas ligações que existem
na proteína, podendo ser das ligações iônicas, pontes de hidrogênio dentre
outras existentes nas estruturas secundárias, terciárias ou quaternárias.
"As proteínas possuem uma estrutura tridimensional
(conformação) bem definida, da qual dependem
fundamentalmente suas propriedades físicas, químicas e
biológicas. Essa estrutura é relativamente sensível à ação
do calor, que causa desorganização das cadeias peptídicas,
com conseqüente alteração conformacional. Esse fenômeno
recebe o nome de desnaturação, e altera as estruturas
quaternária, terciária e secundária da proteína sem afetar
sua estrutura primária."
(FREITAS DIAS, AUGUSTO NEVES, Site:
http://www.fcfar.unesp.br/alimentos/bioquimica/praticas_pro
teinas/precipitacao_proteinas.htm, acesso: 13 de novembro
de 2011, as 18:28)
Experiência – II
Durante este procedimento, obtivemos 2 resultados destintos, nos quais
foi observado uma mudança considerável de consistência e de cor.
No primeiro tubo, contendo HCl, foi observado, além da mudança de
consistência e cor, o surgimento de um solvente e um soluto ao fundo do
tubo.
Já no segundo tubo, contendo NaOH 12N, a proteína após o procedimento
apresentou solidificação total além da mudança de coloração.
Experiência – III
Neste experimento foi possível observar que a albumina bovina ao
entrar em contato com a solução de CuSO4 a 0,5% se solidifica e apresenta
uma mudança de cor (esbranquiçada), enquanto no segundo tubo com uma
solução de FeCl3 a 0,5% ocorreu a presença de soluto em pouca quantidade e
solvente em grande quantidade; e em um terceiro tubo com acetato de chumbo
foi observado apenas uma mudança na coloração da mistura, de incolor para
branca.
Isso por que os cations de metais pesados formam um precipitado
insolúvel, com isso a carga líquida sobre a proteína é negativa,
favorecendo a interação dos cátions provenientes do sal.
Esse precipitado se torna mais intenso quando o pH esta acima do pI
(ponto isoelétrico), ou seja, no primeiro tubo o pH estava bem acima do pI,
no segundo tubo já estava mais a baixo do que no primeiro e no terceiro
tubo o pH se encontrava mais baixo que o pI.
Experiência – IV
Com este experimento foi possível observar que ao gotejar ácido
pícrico a 0,25% em uma solução de albumina bovina, a mistura apresenta uma
mudança de coloração com presença de partículas de soluto e mudança de
consistência.
Enquanto que em um segundo tubo, ao adicionar o ácido tricloroacético
a 10% o preparado muda sua coloração de incolor para levemente
esbranquiçado e muda também sua consistência.
Quando comparada com a experiência III, ocorre a precipitação abaixo
do ponto isoelétrico. Segundo Augusto Neves
(http://www.fcfar.unesp.br/alimentos/bioquimica/praticas_proteinas/precipita
cao_proteinas.htm) a precipitação ocorre abaixo do pI da proteína por que
a carga líquida da molécula é positiva, fazendo com que os ânions
provenientes dos ácidos interajam com maior facilidade com a molécula de
proteína.
Experiência – V
No seguinte experimento obtivemos resultados semelhante, com mudanças
de cor e consistência em ambos os tubos, porém no tubo que continha
acetona, observamos leve mudança de cor e consistência, enquanto que no
tubo contendo butanol foi de facil percepção uma mudança mais acentuada de
coloração do que de consistência.
Essa reação ocorre devido ao baixo valor de constante dielétrica dos
solventes orgânicos utilizados, fazendo com que a interação proteína-
proteína tenha maior aproveitamento do que o poder de solvatação da água,
fazendo com que a proteína precipite-se.
4.4 CONCLUSÃO
Vimos que em nosso cotidiano realizamos desnaturação de proteínas sem
nos darmos conta, como no simples ato de cozinhar um ovo, fazendo com que a
clara do ovo se torne uma substância branca e sólida.
Concluimos por meio das realizações que são varias as maneiras de
promover a precipitação de proteínas, podendo ser atingindo seu ponto
isoelétrico, como no caso de metais pesados. Dentre outras maneiras que
influenciam na propriedade física da proteína é a temperatura que diminui a
solubilidade da proteína e a ação de ácidos, bases, sais e solventes
orgânicos com os quais foram realizados os experimentos.
Foi possível compreender também que a desnaturação pode ser reversível
ou irreversível, onde soluções desnaturadas por ação de extremos de pH,
calor ou reagentes desnaturantes podem recuperar não só a sua forma nativa
como também sua atividade biológica, atavés do processo de desnaturação,
separando a solução de proteína e os reagentes desnaturantes, fazendo com
que a solução proteica retorne as condições iniciais.
5. TITULAÇÃO DE AMINOÁCIDO
5.1 INTRODUÇÃO
Um aminoácido é uma molécula orgânica formada por átomos de carbono,
hidrogênio, oxigênio, e nitrogênio unidos entre si de maneira
característica. Os aminoácidos são divididos em quatro partes: o grupo
amina (NH2), grupo carboxílico (COOH), hidrogênio, carbono alfa (todas
essas partes se ligam a ele), e um radical característico de cada
aminoácido. Os aminoácidos se unem através de ligações peptídicas, formando
as proteínas. Para que as células possam produzir suas proteínas, elas
precisam de aminoácidos, que podem ser obtidos a partir da alimentação ou
serem fabricados pelo próprio organismo.
Uma solução tampão, solução tamponada ou simplesmente tampão é aquela
solução capaz de manter aproximadamente constante o valor do seu pH quando
é adicionado à ela um ácido ou base ou quando uma diluição ocorre, através
da doação de prótons, e os aminoácidos possuem esta função tampão.
"As enzimas que catalisam as reações celulares e
muitas das moléculas sobre as quais elas agempossuem
grupos ionizáveis com valores de pKa característicos. Os
grupos aminoprotonados ( - NH3) e os grupos carboxila dos
aminoácidos e os grupos fosfatos dos nucleotídeos, por
exemplo, funcionam como ácidos fracos;[...] A constância
do pH é conseguida primariamente através da existência de
tampóes biológicos: estes são misturas de ácidosfracos e
suas bases conjugadas"
(LEHNINGER, NELSON, COX, 1995, pg. 71)
A titulação é simplesmente a adição ou remoção gradual de prótons de
uma determinada substância e nesta aula prática foi utilizado este
procedimento com o objetivo de mudar o pH da solução de glicina com o
intuito de observar as curvas de titulação da glicina, através da perda de
prótons do grupo carboxílico (COOH), como relatam Lehninger, Nelson e Cox
(1995) onde cada molécula de base que é adicionada na solução de glicina,
resulta na perda de um próton deste aminoácido.
5.2 MATERIAIS E MÉTODOS
Para a execução do referido procedimento foram utilizados os seguintes
materiais:
a) aminoácido: glicina
b) solução reagente: NaOH
c) materiais laboratoriais: bureta, béquer, pHmetro e pipeta.
O método utilizado através desta atividade prática foi pipetar 10 ml
de solução de glicina em um béquer e medir seu pH e anotá-lo e logo após,
por intermédio da bureta, acrescentar 0,5 ml de solução de NaOH e aferir o
pH e novamente e anotá-lo, repetindo o procedimento quantas vezes fossem
necessáiro, com fins de acompanhar a mudança de pH e observar a curva de
titulação da solução de glicina e poder aferir sua constante de dissociação
(pK) e assim poder calcular o ponto isoelétrico (pI) da solução.
Devido a glicina apresentar função de tampão, ou seja, possuir um
grupo ácido capaz de doar prótons quando em contato com a base, que no
nosso caso foi o NaOH, fez com que o processo se extendesse por um tempo
maior.
5.3 RESULTADOS E DISCUSSÕES
pK1 = 2.17 pI = 9,99 pK2 = 12,17
Como podemos observar, na literatura o pK1 da glicina é 2,3 enquanto
que o pK2 é 9,6 , no entanto na nossa atividade os pKs não foram exatos com
os da literatura. Isso pode ocorrer por que a glicina possui dois grupos
ionizáveis com capacidade tamponante: -COOH/-COO- em pH ácido e -NH3+/-NH2
em pH alcalino e duas zonas de tamponamento entre os pHs 1,3 e 3,3
(dependente do grupo carboxila) e entre os pHs 8,6 e 10,6 (dependente do
grupamento amino).
5.4 CONCLUSÃO
Através da experiência realizada foi possível concluirmos que
dependendo do meio em que se encontram, os aminoácidos podem receber ou
doar elétrons atuando assim como ácidos (na forma protonado, podendo doar
prótons), neutros (com a forma protonada e a forma receptora de prótons em
equilíbrio) e base (base conjugada do ácido correspondente, ou seja, perdeu
prótons e agora é receptora deles).
6.ENZIMAS – Amilase e Invertase
6.1 INTRODUÇÃO
Enzimas são proteínas, estimulam reações químicas essenciais para a
vida. Catalisam centenas de reações que ocorrem no metabolismo, sendo a
catalise essencial para o funcionamento dos organismos em tempo apropriado.
Sem catalise as reações químicas necessárias para digerir alimentos,
contração de músculos ou enviar impulsos nervosos não ocorreria em
velocidade util. A sua principal característica é a especialidade com o
substrato, cada substrato possui uma enzima especifica, que associados se
encaixam como "chave e fechadura".
"A maioria das enzimas são proteínas, com exceção de
um pequeno grupo de moléculas de RNA com propriedades
catalíticas, todas as enzimas são proteínas. A sua
atividade catalítica depende da integridade da sua
conformação protéica nativa. Essa atividade catalítica
geralmente se perde caso uma enzima seja desnaturada ou
dissociada em subunidades. Assim as estruturas preoteicas
primaria, secundaria, terciária e quaternária das enzimas
são essenciais para o exercício da atividade catalítica."
(LEHNINGER, NELSON, COX, 1995, pg. 99)
Na aula pratica de enzimas, amilase salivar, o principal objetivo era
observar através dos experimentos, as reações e resultados verificando a
presença de açúcar redutor e amido.
6.2 MATERIAIS E MÉTODOS
Neste experimento, Especificidade Enzimática, utilizamos os seguintes
materiais:Materiais laboratoriais: Tubos de ensaio, proveta, pipetas,
béquer, cálice, funil, tela de amianto, gase e bico de bunsen.
Soluções: 2 ml de saliva (alunos), invertase, sacarose, amido,
maltoses, glicose e frutose.
a) Reagentes: reagente Benedict e reagente Lugol.
Iniciando o experimento, 2ml de saliva foi diluída na porção de 1:10.
Após, em quatro tubos de ensaio, identificados em tudo A, B, C e D, foram
adicionados as seguintes soluções:
I. 2ml de Invertase + 2ml de Sacarose 0,1M;
II. 2ml de Invertase + 2ml de Amido 0,1%
III. 2ml de Amilase Salivar + 2ml de Sacarose 0,1M
IV. 2ml de Amilase Salivar + 2ml de Amido 0,1%
Em seguida, 15 minutos de incubação a 40 OC, foi dividido o volume dos
tubos B e D em duas porções: B1/B2 e D1/D2. Verificou-se a presença de
Amido nas amostras B1 e D1 usando 3 gotas de Lugol, após resfriamento.
Entao verificamos a presença de Acucar Redutor nas amostras B2, D2, A e C,
adicionando 1ml de reagente Benedict aquecimento.
6.3RESULTADOS E DISCUSSÕES
" "ENZIMA "SUBSTRATO "PRODUTORES "Reação "
"A "Invertase"Sacarose "Gli/Fru "(Positivo) Telha"
" " " "(Benedict) " "
"B1 "Invertase"Amido "(Lugol) "(Negativo) Turvo"
"B2 "Invertase"Amido "(Benedict) "(Negativo) "
"C "Amilase "Sacarose "(Benedict) "(Negativo) Azul "
"D1 "Amilase "Amido "Maltoses (Lugol) "(Negativo) "
"D2 "Amilase "Amido "Maltoses "(Negativo) "
" " " "(Benedict) "Diferente "
Azul é positivo para o reagente Lugol e Telha é positivo para o
reagente Benedict. Com o reagente Lugol verifica-se a presença de Amido e
com reagente Benedict presença de açúcar redutor.
No tubo A, observamos os seguintes resultados: a Invertase (Enzima)
quebra a Sacarose (Substrato) e forma o produto, açúcar redutor,
adicionando Benedict, observamos a presença de açúcares. Invertase +
Sacarose = Glicose + Frutose. Resultado positivo, cor telha.
No tubo B1, Invertase não hidrolisa amido, usando Lugol, foi detectado
a presença de Amido. Invertase + Amido = Amido. Resultado positivo, turvo.
No tubo B2, Invertase e Amido com reagente Benedict, o Amido não se
transformou em açúcar redutor. Invertase + Amido = Amido. Resultado
negativo, sem a presença de amido.
No tubo C, Amilase e Sacarose com reagente Benedict, a amilase salivar
não hidrolisa a Sacarose, desta forma não ocorreu a quebra da Sacarose em
açúcar redutor. Amilase + Sacarose = Sacarose. Resultado negativo, cor
azul.
No tubo D1, Amilase e Amido com reagente Lugol, formação do produto
Maltose, a amilase salivar quebrou o amido, e não foi identificada a
presença do amido. Amilase + Amido = Maltose. Resultado negativo.
No tubo D2, Amilase e amido com o reagente Benedict, formando maltose
como produto, o resultado esperado seria negativo, pois o amido não se
transforma em açúcar redutor. Porem em nossa solução, o resultado obtido
foi diferente do esperado, positivo, não degradou todo o amido. Podem ter
ocorrido diversos fatores que influenciaram no resultado. O pH, agitação,
pouco amilase como já citado, pouca enzima ou desnaturação.
"A atividade enzimática é afetada pelo valor do Ph.
As enzimas tem um pH ótimo ou uma região de pH ótimo no
qual sua atividade é máxima; em valores de pH maiores ou
menores sua atividade diminui."
(LEHNINGER, NELSON, COX, 1995, pg. 163)
Apesar de a amilase salivar degradar amido em maltoses (fato observado
no teste de Lugol) a quantidade de maltoses produzidas, não foi capaz de
efetuar um resultado negativo com Benedict.
A especificidade enzimática é uma característica importante, cada
enzima atua e se encaixa no substrato de modo que os centros ativos
coincidem perfeitamente.
" Especificidade é a habilidade da enzima, de
discriminar entre dois substratos competidores. Se o sitio
ativo de uma enzima tem grupos funcionais arranjados de
forma ótima para formar uma variedade de interações fracas
com um dado substrato no estado de transição, a enzima não
seria capaz de interagir tão bem com qualquer outro
substrato.
(LEHNINGER, NELSON, COX , 1995, pg. 153)
6.4CONCLUSÃO
Com os experimentos realizados nesta aula pratica, observamos as
reações e seus resultados, onde a Amilase degrada o amido em maltose, a
invertase degrada a sacarose em açúcar redutor.
Ao colocarmos a amilase em contato com a sacarose e a invertase em
contato com o amido elas não foram degradadas, ou seja, a enzima não era
especifica sobre o substrato. As reações que o resultado foi positivo, as
enzimas atuaram com o substrato.
Em um caso especifico no tubo D2 obtivemos um resultado diferente do
esperado, que era positivo. Há diversos fatores que poderiam ter
influenciado na reação como o pH, agitação, pouca amilase, pouca enzima ou
desnaturação.
Referências
Lehninger, A.L.; Nelson, D. L.; Cox, M. M. Princípios de bioquímica.
São Paulo: Sarvier, 1995.
Universidade Federal de Santa Catarina. Departamento de química. O
mundo das proteínas. Disponível em:
www.qmc.ufsc.br/qmcweb/artigos/proteínas.html . Acesso em 14/11/ 2011 as
14:30.
Universidade Estadual Paulista. Departamento de ciências
farmacêuticas. Experimentos de bioquímica. Disponível em:
http://www.fcfar.unesp.br/alimentos/bioquimica/praticas_proteinas/precipitac
ao_proteinas.htm . Acesso em 14/11/2011 as 10:25.
http://www.enq.ufsc.br/labs/probio/disc_eng_bioq/trabalhos_pos2003/cons
t_microorg/carboidratos.htm.
http://intermed99.vilabol.uol.com.br/bioquimica2.html.
http://www.todabiologia.com/dicionario/lipidios.htm.