Morfo Vegetal Pratica-09

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UNIVERSIDADE FEDERAL DE SANTA MARIA CESNORS - FREDERICO WESTPHALEN DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA FLORESTAL DISCIPLINA DE MORFOLOGIA VEGETAL APOSTILA DE PRÁTICAS DE MORFOLOGIA VEGETAL PROF. ADRIANA SALAMONI 2009 PRÁTICA 1 – INTRODUÇÃO: 1. PREPARANDO O MATERIAL BOTÂNICO: O estudo interno das estruturas dos vegetais é feito observando-se os cortes finos de tecido vegetal em microscópio óptico. Portanto, lembre-se que são necessários cuidados redobrados com este equipamento para sua conservação. Quanto ao material vegetal, normalmente utiliza-se o material vegetal coletado a fresco, com a possibilidade de utilização de material herborizado após sua hidratação. Para a conservação do material vegetal são utilizadas soluções fixadoras, que promovem a morte das células e sua preservação estrutural em estado próximo do material fresco. As principais substâncias fixadoras são formol, o álcool, iodo, bicromato de potássio e os ácidos: acético, pícrico, crômico e ósmico. A escolha do uso de soluções depende dos objetivos do trabalho a ser realizado. Atenção para evitar o contato das soluções fixadoras com a pele, pois a maioria das substâncias citadas é tóxica. Para que a luz possa atravessar o tecido a ser estudado, os cortes feitos devem ser suficientemente finos e transparentes. Utiliza-se regularmente o micrótomo para obtenção de cortes finos, mas para realização dos cortes neste equipamento, o material vegetal deve estar devidamente desidratado e incluído em um suporte (mais comum: parafina). Podemos também realizar cortes à mão livre, com auxilio de uma lâmina de barbear e um suporte (isopor, pecíolo de embaúba, medula do caule de sabugueiro). O corte deve ser imediatamente transferido para um recipiente contendo água destilada. Os cortes realizados devem ser o mais finos possível, possibilitando a observação das estruturas vegetais. Tipos de secções: em anatomia vegetal são observadas estruturas vegetais através de secções delgadas levadas ao microscópio óptico, que permite somente observações bidimensionais. Faz-se necessária a observação de vários planos de corte. Os planos utilizados para secção são: Transversal - perpendicular ao maior eixo do órgão. Longitudinal radial - paralelo ao maior eixo do órgão partindo do centro do órgão. Longitudinal tangencial - paralelo ao maior eixo do órgão partindo de um plano paralelo à superfície do mesmo. Paradérmico - principalmente utilizado para o estudo de folhas, sendo paralelo à superfície. Durabilidade dos cortes Quanto à duração, os cortes podem ser provisórios ou permanentes. Nos provisórios, o líquido de inclusão utilizado é a água, glicerina (diluída 30-50%) ou corante. Nas montagens permanentes utiliza-se o Bálsamo do Canadá ou resinas sintéticas. Em nossas aulas utilizaremos lâminas com cortes provisórios confeccionados pelos alunos durante o período da aula prática, portanto os procedimentos descritos são os adequados à obtenção desse tipo de material. A confecção das lâminas semi-permanentes é feita com lâmina e lamínula e esses meios duram algumas horas (água) ou dias (glicerina). A lutagem é efetuada com esmalte de unha incolor. Prof. Adriana Salamoni Página 2 Morfologia Vegetal - P Clareamento dos cortes A célula vegetal contém inúmeras substâncias que possuem cor, dentre elas os pigmentos. Para facilitar a observação das estruturas, vários métodos de coloração podem ser empregados, entretanto para que sejam eficientes, é necessário que os tecidos estejam livres de outras cores. O clareamento dos cortes é feito utilizando solução de hipoclorito de sódio comercial (em geral 20%) ou cloral hidratado. O transporte dos cortes para a solução de hipoclorito deve ser feito com o auxílio de estilete e não com pincel, para não danificar suas cerdas. Transferir os cortes em seguida para outro recipiente com água destilada e enxaguar abundantemente. Com o objetivo de corrigir o pH para que não haja interferência na eficácia do corante, passar os cortes em solução de ácido acético diluído, enxaguando em água em seguida. Coloração dos cortes O uso de corantes é necessário para evidenciar as estruturas celulares, resultando em maior facilidade para observação. Alguns reagentes são empregados para a definição do tipo de substância encontrada em alguns tipos de células. Alguns corantes e reagentes: Azul de toluidina: corante metacromático, reage com paredes lignificadas corando-as de azul esverdeado e com paredes celulósicas corando-as em roxo. Fucsina básica e azul de astra (dupla coloração): A fucsina básica cora em vermelho a lignina e o azul de astra cora a celulose de azul. Azul de metileno: é um corante vital, ou seja, não mata a célula, por isso é recomendado para observação de material vivo, também é utilizado para corar mucilagem. Sudan III: reagente para substâncias apolares, oleosas ou cerosas (compostos graxos de cadeia longa), que impregnam a parede celular, como a suberina e a cutina. Também cora óleos armazenados no interior da célula; sua coloração vai do amarelo-alaranjado ao vermelho. Lugol: proporciona a reação do iodo com os amilos, resultando em uma coloração azul-negra ou marrom escuro. A técnica de seccionamento: é muito variável e seus detalhes somente podem se adquiridos na prática. Entretanto algumas regras básicas, que auxiliam o trabalho do principiante, devem ser seguidas: - utilizar somente navalhas novas; - igualar a superfície do objeto a ser cortado; - orientar a secção de acordo com a posição do tecido a ser observado; - a navalha deve passar com igual pressão sobre toda a superfície do material, retirando assim secções delgadas e o mais homogêneo possível; - se o órgão a ser seccionado é frágil deve ser utilizado um suporte, como por exemplo, um isopor resistente; - fazer um número grande de secções para que se possa selecionar as mais delgadas. A) CONFECÇÃO DE LÂMINAS SEMI-PERMANENTES SEM COLORAÇÃO: - colocar uma gota de água ou glicerina sobre a lâmina; - com o auxílio de pincel ou estilete transferir a secção da placa para a lâmina; - ao cobrir com a lamínula encostar um dos lados da mesma no bordo da gota, esperar que essa se espalhe ao longo da lamínula e descer levemente para evitar a formação de bolhas de ar; - retirar o excesso d’água com papel filtro. B) CONFECÇÃO DE LÂMINAS SEMI-PERMANENTES COM CLARIFICAÇÃO E COLORAÇÃO: - passar as secções da placa com água para a placa com hipoclorito diluído e deixar até o material ficar alvejado; - transferir as secções clarificadas para a água, trocando-a várias vezes até eliminar todo o hipoclorito, fazendo então uma troca com água acidulada e novamente água; - passar as secções para uma placa com corante e deixar o tempo suficiente para corarem sem que as mesmas fiquem muito claras ou muito coradas; se a coloração for dupla, passe sempre as secções primeiro no corante para a lignina e depois para a celulose; - lavar a secção corada rapidamente na placa com água; - seguir os passos do item “a”. 2. DESENHOS EM ANATOMIA VEGETAL: O desenho permite que você relembre as suas observações com mais facilidade. Além disso, desenhando, você estará identificando e interpretando as características que compõem uma estrutura complexa, formada por diferentes células e estruturas. Os desenhos em anatomia vegetal não devem ser “obras de arte”, mas devem representar o material observado com os seus detalhes. Por isso: Represente o material que está sendo observado o mais fiel possível. Se a parede é espessa, desenhe com um traço mais grosso (Veja exemplo na Figura 1). Prof. Adriana Salamoni Página 3 Morfologia Vegetal - P Estômato cutícula Epiderme Hipoderme Figura 1. Desenho esquemático de uma folha, evidenciando um estômato. Observe o traço mais espesso da camada abaixo da epiderme, denominada hipoderme (neste caso!). Câmara sub-estomática Parênquima paliçádico Inclua os detalhes das células individuais, como forma, conteúdo, etc. Identifique sempre as estruturas e faça uma breve descrição do material. Não faça desenhos minúsculos, cujos detalhes serão difíceis de serem observados. Desenhe um número menor de células, mas com maior riqueza de detalhes. Não esqueça de identificar o material, indicar o aumento e o corante (quando possível) utilizados. Estas informações são necessárias para a correta interpretação do material estudado. Não há necessidade de você desenhar todo o campo observado. Desenhe um detalhe que represente adequadamente o que está sendo estudado. Caso você queira ter uma idéia do todo, faça um desenho esquemático (veja exemplo na Figura 2). Figura 2. Desenho esquemático do caule, em estrutura primária, de uma dicotiledônea. Os feixes vasculares estão representados por círculos menores, sendo o floema por pontilhado e o xilema por traços. verticais. Os tecidos vegetais podem ser representados da seguinte maneira (de acordo com Metcalfe & Chalk): Colênquima Esclerênquima Felema ou súber Parênquima Xilema Floema Epiderme 3. MANUSEIO DO MICROSCÓPIO: 3.1. O Equipamento O aspecto externo do microscópio evoluiu continuamente acompanhando o progresso da pesquisa biológica. Apesar dessa evolução, os modelos modernos ainda possuem muito em comum com os instrumentos antigos no que diz respeito a sua configuração exterior e peças essenciais, mas possuem uma óptica e partes elétricas mais sofisticadas. Os microscópios modernos compõem-se das seguintes partes essenciais: Partes elétricas Lâmpada Fio elétrico/tomada Interruptor Potenciômetro Prof. Adriana Salamoni Partes mecânicas Base braço e platina tubos de encaixe botões macro e micrométricos revólver para encaixe de objetivas Charriot e presilha mecânica Página 4 Partes ópticas oculares objetivas condensador com diafragma diafragma de campo e lâmpada prisma Morfologia Vegetal - P 3.2. Ampliação A ampliação do microscópio é dada pela ação das objetivas e oculares sobre a luz que atravessa o material. A ampliação nominal é dada pelo valor gravado na lateral da objetiva multiplicado pelo valor gravado no aro da ocular. As oculares normalmente apresentam aumentos de 5x, 8x, 10x 12x. As ampliações das objetivas geralmente são de 5x, 10x, 20x, 40x, 60x e 100x. Assim, as ampliações máximas que nossos microscópios apresentam são de cerca de 1200x. Ampliações maiores podem ser obtidas com o uso de lentes intermediárias chamadas optovares que ficam entre a ocular e a objetiva e podem aumentar 1,5 ou 2 vezes, de maneira que a maior ampliação em microscopia óptica é ao redor de 2000x. Ampliações maiores são obtidas em microscópio eletrônico. Quanto maior a ampliação, menor é o diâmetro da objetiva, conseqüentemente, menor é a quantidade de luz que passa, portanto, com ampliações maiores a observação é mais escura. Para o uso da objetiva de 100x (também chamada de objetiva de imersão) há a necessidade de se colocar uma gota de óleo de cedro entre a lamínula e a objetiva, e por esse motivo ela não deve ser usada em preparações provisórias. Também por esse motivo ela será pouco utilizada em nossas aulas, pois o óleo deve ser removido das lentes com solventes orgânicos (xilol, clorofórmio) ou a lente pode ser danificada. 3.3. Instruções de Uso: 1. Conserve seu microscópio sempre limpo e em ordem, a fim de que não tenha sempre que procurar ou limpar alguma coisa; 2. Após o uso cubra-o, pois a poeira é o maior inimigo do microscópio; 3. Transporte o microscópio com as duas mãos, pelo braço e pelo pé ao mesmo tempo, nunca pelos parafusos do mecanismo macro e micrométrico. 4. Para focalizar a preparação, mova a mesa sempre de cima para baixo, nunca de baixo para cima. Não force o mecanismo micrométrico, quando está no fim. Mantenha-o sempre no meio, para permitir movimentos em ambas as linhas verticais. 5. Não desmonte as objetivas, nem o mecanismo micrométrico. 6. Qualquer problema avise o responsável pelo laboratório. 3.4. Procedimento de uso: • Para iniciar o uso: - Coloque o aparelho sobre a mesa na posição mais cômoda para sua observação; - Verifique se o interruptor encontra-se na posição de desligado e ligue o aparelho na tomada; - Verifique se o potenciômetro encontra-se na posição de menor potência e só então ligue a lâmpada; - Verifique se a objetiva de menor aumento está posicionada no revólver; - Posicione a lâmina com o material sobre a platina, movendo o braço que prende a lâmina com cuidado; - Olhando lateralmente, abaixe o tubo, até que a lente frontal da objetiva de menor aumento esteja cerca de 1 cm distante da lâmina. Só então olhe pela ocular e levante vagarosamente o tubo, pelo mecanismo macrométrico, de forma a assegurar que a lâmina não tocará nas objetivas; - Mova o charriot até que o material a ser observado esteja no centro da platina iluminado; - Mova o botão macrométrico lentamente de forma a aproximar o material da objetiva, observando pela ocular quando se forma uma imagem; - Ajuste o foco com o botão micrométrico; - Observe o material sempre com uma mão no botão do charriot e outra no parafuso micrométrico. • Para mudar de aumento - para mudar a ampliação, gire o revólver e posicione a objetiva de aumento um pouco maior; - em seguida, mova o parafuso micrométrico até obter foco ou o parafuso macrométrico muito lentamente, se for necessário. • Para desligar - afaste a platina da objetiva; - posicione o revólver na objetiva de menor aumento; - diminua a iluminação e só então desligue a lâmpada; - desligue o aparelho da tomada; Prof. Adriana Salamoni Página 5 Morfologia Vegetal - P - cubra o microscópio. Material: jornal Procedimento: - Corte um pedaço de jornal, com cerca de 3mm x 3mm, que inclua pelo menos uma letra. Se possível use um pedaço que esteja impresso em um lado apenas. Ponha o papel no centro da lâmina, com as letras voltadas para cima e sobre ele acrescente uma gota de água e a lamínula. A lamínula deve encostar na gota de água por apenas um dos bordos (45 graus) e então ser acomodada de forma gradual sobre a gota de água; - Coloque a preparação de maneira que a letra fique no centro da abertura da platina; - Olhando lateralmente, abaixe o tubo, até que a lente frontal da objetiva de menor aumento esteja cerca de 0,5cm distante da lâmina. Só então olhe pela ocular e levante vagarosamente o tubo, pelo mecanismo macrométrico, até que a imagem esteja no campo visual. Observação do resultado: A. Compare a posição da imagem da letra quando vista pela ocular e quando vista diretamente. Como ela aparece? B. Olhando pela ocular, mova a lâmina da direita para a esquerda vagarosamente. Em que sentido a imagem se move? C. Afaste a lâmina de você. Em que sentido a imagem se move? D. Passe agora para a objetiva de aumento máximo. O que você observa na objetiva de maior aumento? PRÁTICA 2 – CORTES À MÃO LIVRE: Material 1: Caule de Coleus sp. Procedimento: I. Faça cortes transversais finos do caule. II. Coloque os cortes em placa de petri/vidro de relógio com água e transfira os melhores para a lâmina com uma gota de água, cubra com lamínula. III. Observe ao microscópio, desenhe os diferentes tipos de células, incluindo tricomas tectores e glandulares. aumento: Material 2: bulbo de cebola Procedimento: I. Retirar uma película da cebola. II. Colocar em um vidro de relógio com o corante azul de metileno. III. Montar a lâmina com uma gota de água e cobrir com lamínula. IV. Observe e desenhe as células coradas, o núcleo visível e a parede celular. aumento: Prof. Adriana Salamoni Página 6 Morfologia Vegetal - P Material 3: Folha de Tradescantia. Procedimento: I. Fazer finas secções paradérmicas da face inferior da folha (abaxial). II. Montar lâmina com água. III. Observar e desenhar: células epidérmicas, iIdioblastos contendo antocianinas e estômatos. aumento: PRÁTICA 3 – CÉLULA VEGETAL: Material 1: fruto de pimentão vermelho e verde (Capsicum sp.) Procedimento: fazer cortes finos, montar lâmina com água, cobrir com lamínula. Observar e desenhar: cromoplastos vermelhos e cloroplastos em células do parênquima. Material 2: ramos de Euphorbia (coroa-de–cristo) Procedimento: Montar uma lâmina com gotas do material (látex), adicionar uma gota de lugol e cobrir com a lamínula. Observar e desenhar: grãos de amido. Material 3: tubérculo de batata (Solanum tuberosum) Procedimento: fazer cortes finos, montar lâmina com água, cobrir com lamínula. Tirar a água, corar com lugol e cobrir com lamínula. Observar e desenhar: amiloplastos em células do parênquima de reserva, nas lâminas coradas com água e com lugol. Material 4: fruto de abacate. Procedimento: raspar o fruto, colocar na lâmina, pingar o Sudan, cobrir com lamínula. Observar e desenhar: gotas de óleo. PRÁTICA 4 –MERISTEMAS: Material 1: Lâmina permanente do ápice caulinar de Coleus sp. Procedimento: Em objetiva de menor aumento, observe e desenhe: meristema apical, procâmbio, meristema fundamental e protoderme. Em maior aumento observe os cristais e tricomas. Material 2: Lâmina permanente do ápice da raiz de Allium cepa (corte longitudinal). Procedimento: Com objetiva de menor aumento localize a região meristemática e identifique: meristema apical, procâmbio, meristema fundamental, protoderme e coifa. Em aumento maior, observe as características das células meristemáticas e as células em divisão. PRÁTICA 5 – TECIDO DE REVESTIMENTO: Material 1: Lâmina permanente da folha de Zea mays (corte paradérmico). Procedimento: Observe e desenhe as células epidérmicas propriamente ditas e estômatos em halteres. Material 2: Lâmina permanente da folha de Ficus sp. (corte transversal). Procedimento: Com objetiva de menor aumento observe a folha, identifique e desenhe: epiderme superior e inferior e mesofilo. Em maior aumento, observe e desenhe a cutícula, epiderme superior múltipla com cistólito e epiderme inferior com estômatos. Material 3: folhas de a) café (Coffea arabica) Prof. Adriana Salamoni Página 7 Morfologia Vegetal - P b) grama (Poaceae) Procedimento: fazer cortes paradérmicos na superfície abaxial da folha, montar lâmina com 2 gotas de água, corar com azul de toluidina (se houver), cobrir com lamínula. Observar e desenhar: aspecto superficial das células epidérmicas e dos diferentes tipos de estômatos. PRÁTICA 6 e 7 – TECIDOS FUNDAMENTAIS – PARÊNQUIMA, COLÊNQUIMA E ESCLERÊNQUIMA: Material 1: Lâmina permanente da folha de Zantedeschia sp. (corte transversal). Procedimento: Com objetiva de menor aumento observe a folha. No maior aumento, identifique e desenhe: epiderme superior e inferior (com estômatos), parênquima clorofiliano com cloroplastos e parênquima aerífero. Material 2: Lâmina permanente do pecíolo de Nympahaea sp. (corte transversal). Procedimento: Com objetiva de menor aumento observe a folha. No maior aumento, identifique e desenhe: epiderme e parênquima aerífero. Material 3: Lâmina permanente do caule de Cucurbita pepo (corte transversal). Procedimento: Com objetiva de maior aumento observe a extremidade do caule. Identifique e desenhe: epiderme (com tricomas), colênquima angular e fibras. Material 4: Folha de Tillandsia. Procedimento: Efetuar secções transversais da lâmina foliar. Preparar lâmina com água. Observar e desenhar: na epiderme, os tricomas tectores escamiformes. Parênquima clorofiliano homogêneo e aqüífero. Material 5: Pecíolo de Musa sp. (bananeira). Procedimento: Realizar secções transversais finas do pecíolo, selecionando principalmente a região dos septos. Montar o material em uma lâmina com água e cobrir com lamínula. Observar e desenhar: parênquima aerífero, células braciformes e cristais. PRÁTICA 8 – XILEMA E FLOEMA: Material 1: Lâmina permanente da folha de Solanum sp e de Zea mays (corte paradérmico). Procedimento: Com objetiva de maior aumento observe, identifique e desenhe o espessamento dos vasos do xilema. Material 2: Lâmina permanente da folha e do caule de Zea mays (corte transversal). Procedimento: Com objetiva de maior aumento observe, identifique e desenhe o feixe vascular, com xilema e floema. Material 3: Lâmina permanente da folha de Camelia japoni (corte transversal). Procedimento: Com objetiva de menor aumento observe a região do mesofilo, localize a nervura principal, identifique e desenhe xilema e floema, além de fibras e esclereídes. PRÁTICA 9 E 10 – ANATOMIA DO CAULE E DA RAIZ: Material 1: Lâmina permanente do caule primário de Ricinus communis (corte transversal). Procedimento: Com objetiva de menor aumento observe o corte do caule, identifique e desenhe: epiderme, córtex (com colênquima angular e parênquima), células secretoras, os feixes vasculares e a medula. Desenhe um feixe vascular no aumento de 40x. Material 2: Lâmina permanente do caule primário de Solenostemon sp. (corte transversal). Procedimento: Com objetiva de menor aumento observe o corte do caule, identifique e desenhe: epiderme com tricomas, córtex (com colênquima angular e parênquima), os feixes vasculares e a medula. Desenhe um feixe vascular no aumento de 40x. Material 3: Lâmina permanente do caule secundário de Hibiscus sp. (corte transversal). Procedimento: Com objetiva de menor aumento observe o corte do caule, identifique e desenhe: periderme (súber, felogênio e feloderme), fibras, floema, câmbio, xilema secundário (E.V., fibras e parênquima radial) e primário. Material 4: Lâmina permanente do caule secundário de Pinus sp. (corte transversal). Procedimento: Com objetiva de menor aumento observe o corte do caule, identifique e desenhe: súber, parênquima, floema, câmbio, traqueídeos. Prof. Adriana Salamoni Página 8 Morfologia Vegetal - P Material 5: Lâmina permanente do caule secundário de Pinus sp. (corte longitudinal). Procedimento: Com objetiva de menor aumento observe o corte do caule, identifique e desenhe: traqueídeos e parênquima radial. Com objetiva de 40x observe as áreas crivadas nos traqueídeos. Material 6: Lâmina permanente da raiz de Iris germanica (corte transversal). Procedimento: Com objetiva de menor aumento (4 e 10x) observe o corte da raiz, identifique e desenhe: epiderme, córtex, endoderme com estrias de Caspary, estrutura poliarca no cilindro vascular e medula. Material 7: Lâmina permanente da raiz secundária de Cissus gongyloides (corte transversal). Procedimento: Com objetiva de menor aumento (4 e 10x) observe o corte da raiz, identifique e desenhe: periderme, floema, câmbio e xilema secundário (EV, fibras e parênquima radial). PRÁTICA 11 – ANATOMIA DA FOLHA: Material 1: Lâmina permanente da folha de Nerium oleander (corte transversal). Procedimento: Com objetiva de menor aumento observe o corte da folha com nervura principal e mesofilo. Com a objetiva de 10x, observe e desenhe: cutícula, epiderme adaxial plurisseriada, parênquima clorofiliano paliçádico e lacunoso, epiderme abaxial com criptas estomáticas, estômatos e tricomas. Na nervura principal observe e desenhe o feixe vascular bicolateral, parênquima e colênquima angular. Material 2: Lâmina permanente da folha de Eucalyptus sp. (corte transversal). Procedimento: Com objetiva de menor aumento observe o corte da folha com nervura principal e mesofilo. Com a objetiva de 10x, observe e desenhe: epiderme unisseriada com cutícula espessa em ambas as faces, o mesofilo homogêneo (somente parênquima paliçádico), glândulas lisígenas secretoras de óleo, por todo o mesofilo. Na nervura principal observe e desenhe o feixe vascular e o parênquima. Células com compostos fenólicos são freqüentes em todo o mesofilo, sendo mais abundantes no parênquima e no floema. Material 3: Lâmina permanente da folha de Pinus sp. (corte transversal). Procedimento: Com objetiva de menor aumento (10x) observe o formato da folha. No aumento de 40x, identifique e desenhe: epiderme unisseriada com cutícula espessa e estômatos em depressões. Abaixo da epiderme, uma hipoderme parenquimática. Mesofilo homogêneo (chamado plicado) com ductos resiníferos, O feixe vascular ocupa a posição central da folha, xilema voltado para a face adaxial e floema para a abaxial. PRÁTICA 12 – ANATOMIA DA FLOR: Material 1: Lâmina permanente do ovário de Lilium sp. (corte transversal). Procedimento: Observe no menor aumento a estrutura como um todo, desenhe e indique: epiderme externa e interna, parênquima fundamental, feixes vasculares, carpelos, lóculos, óvulos. Material 2: Lâmina permanente da antera de Lilium sp. (corte transversal). Procedimento: Observe, desenhe e identifique o conectivo com feixe vascular, epiderme externa e interna, parênquima fundamental, os sacos polínicos, o estômio e os grãos de pólen (se possível). PRÁTICA 13 – MORFOANATOMIA DA SEMENTE E DO FRUTO: Material 1: Lâmina permanente da semente de Phaseolus vulgaris (corte transversal). Procedimento: Com objetiva de menor aumento (4x) observe e desenhe os cotilédones amiláceos e o tegumento da semente (formado somente pela testa). No aumento de 10x, observe e desenhe: exotesta (com macroesclereídeos), mesotesta (com osteoesclereídeos, células parenquimáticas e feixes vasculares) e endotesta (parênquima semelhante ao lacunoso). Região do hilo bastante especializada, com duas camadas em paliçada. Material 2: Lâmina permanente da semente de Zea mays. Procedimento: Com objetiva de menor aumento (4x) observe e desenhe: pericarpo e tegumento (fusionados, de difícil distinção), endosperma e embrião (com escutelo). No maior aumento observe o endosperma com grãos de amido, plúmula, meristemas apicais e coleorriza. Material 3: Lâmina permanente do fruto de Citrus sp. Procedimento: Com objetiva de menor aumento (4x) observe o formato do fruto com as diferentes regiões: epicarpo, mesocarpo e endocarpo. Desenhe a região do epicarpo com epiderme e as glândulas com óleo essencial, a região do mesocarpo esponjoso e o endocarpo com tricomas e sementes. Prof. Adriana Salamoni Página 9 Morfologia Vegetal - P PRÁTICA 14 – MORFOLOGIA DA FLOR: Material 1: Flores diversas. Procedimento: Observar, desenhar e identificar: estrutura morfológica de cada flor (pétalas, sépalas, androceu e gineceu). Se necessário, utilize a lupa para caracterizar as peças florais (estames e carpelos). Prof. Adriana Salamoni Página 10 Morfologia Vegetal - P