Coleta Econtrole De Qualidade

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COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina MSc. Sílvia Saldanha Corrêa1 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Com o objetivo de possibilitar a você acadêmico o conhecimento dos deveres específicos que assegurem não somente a qualidade e confiabilidade dos serviços prestados nas análises clínicas, mas também sua segurança e integridade no ambiente de serviço preparamos este “Manual de Coleta e Controle de Qualidade”. Este instrumento de estudo, apresenta os fundamentos da coleta dê sangue venoso convencional e a vácuo; os materiais utilizados e mais indicados para os variados tipos de coletas: secreções, fluídos e lesões; noções de recepção e orientação aos pacientes para obtenção de amostras idôneas; além de orientações para o controle de qualidade e consumo dos materiais e reagentes de consumo nos setores laboratoriais. Torcemos para que ao final da leitura deste manual, você discente esteja familiarizado com a sinonímia e especificidade de cada processo envolvido nas etapas bem como importância e aplicabilidade dos mesmos, não abstendo-se da observação e compreensão das normas e regulamentações que regem a área e os profissionais nela envolvidos. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina INTRODUÇÃO O laboratório clínico é um lugar no qual são testados, analisados ou avaliados sangue, líquidos corpóreos e outras amostras biológicas. As observações podem ser macroscópicas ou microscópicas. Os testes podem ser feitos manualmente ou usando equipamentos especiais e apropriados. Medições precisas são feitas e os resultados são calculados e interpretados. Por este motivo, a equipe deve ter competências e habilidades precisas para efetuar uma variedade de tarefas. Reconhecemos que os laboratórios médicos ou clínicos podem ser classificados em dois grandes grupos: laboratórios de hospitais e os nãohospitalares. Ainda que a imagem desses seja associada ao hospital, sabemos que existem laboratórios em clínicas médicas, centros médicos, consultórios de médicos, veterinários, repartições do governo e em instalações militares. Alguns laboratórios de referencia regional são totalmente desligados de instalações médicas. A regulamentação de um Laboratório Clínico, e Posto de Coleta Laboratorial, têm como cerne a RDC No. 302 de 13 de outubro de 2.005, ANVISA. Esta responsável pela aprovação do regulamento técnico para o funcionamento dos serviços que realizam atividades laboratoriais, ou seja, defini os requisitos para o funcionamento dos laboratórios clínicos e postos de coleta laboratorial públicos ou privados que realizam atividades na área de Análises Clínicas, Patologia Clínica e Citologia. Ciente que a equipe de laboratório é formada por profissionais da área da saúde. Eles devem observar a ética profissional, um código de conduta e comportamento. Os princípios do código estabelecem que o profissional tenha obrigação para com o paciente, para com a equipe e a profissão e para a sociedade. Lembramos que enquanto profissional de laboratório clínico, reconhecemos nossa responsabilidade profissional para: __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 2 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina • Manter e promover padrões de excelência no exercício da profissão e desenvolvendo a arte e ciência da mesma; • Salvaguardar a dignidade e privacidade dos pacientes; • Manter meus colegas e a profissão em alta estima e consideração; • Contribuir para o bem-estar da comunidade e • Demonstrar ativamente meu compromisso com essas responsabilidades através de toda minha vida profissional. Segurança, este item deve estar em primeiro lugar nos pensamentos da equipe toda, sejam empregados ou empregadores, todas as partes tem compromisso e deveres para com a segurança do trabalhador e do paciente (cliente). Segurança não é somente uma ação de caráter humanitário, mas uma necessidade legal. Sob este ponto de vista, faz-se necessário que o profissional ao iniciar seus trabalhos organize seu material de acordo com a amostra a ser coletada, estar portando seus Equipamentos de Proteção Individual - EPI, ter seus Equipamentos de Proteção Coletiva - EPC à disposição, conferir todos os dados da requisição e preparar a identificação da amostra. Equipamentos de Proteção Individual – EPIs São roupas ou equipamentos utilizados para proteger o trabalhador, do contato com agentes infecciosos, tóxicos, corrosivos, calor excessivo e outros perigos, bem como o seu experimento ou produto. Port. 32/4-NR-6-MT – 08/06/78. a) Jaleco: uso em todos os tipos de procedimentos, com as seguintes características: manga longa com elástico no punho, comprimento mínimo na altura dos joelhos, abertura frontal e de tecido preferencialmente de algodão ou tecido não inflamável; b) Luvas: para coleta, manuseio, acondicionamento de materiais biológicos; pode ser de procedimento ou cirúrgica, em látex; c) Óculos de proteção: usar em situações de risco de formação de aerossóis, salpicos de material contaminado ou quebras de vidraria; __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 3 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina d) Máscara de Proteção Respiratória e Facial: usar em situações de risco de formação de aerossóis e salpicos de material potencialmente contaminado. Equipamentos de Proteção Coletiva – EPCs São equipamentos que possibilitam a proteção do trabalhador, do meio ambiente e do produto ou pesquisa desenvolvida. a) Dispositivos de pipetagem – Nunca usar a boca para pipetar, porque além do risco de aspiração, torna mais fácil a inalação de aerossóis. Utilizar um dos vários tipos de bulbos, pêra ou pipetadores: b) Cabines de Segurança Biológica – CSB – São usadas como barreira primária para evitar fuga de aerossóis, dando proteção ao manipulador, ao meio ambiente e à amostra ou procedimento; c) Kit para limpeza (saco para autoclave, pá, escova, balde, etiquetas, protetores de sapatos) - para casos de derramamentos e quebras de materiais contaminados; d) Kit de Primeiros Socorros. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 4 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina Lavagem das Mãos a) Deve haver uma pia exclusivamente para lavagem das mãos, colocada em local estratégico; b) Lavar as mãos sempre antes e após o uso de luvas; c) Lavar as mãos sempre ao término das atividades. Limpeza da Bancada de Trabalho a) Deve ser feita com álcool a 70% no início e no término das atividades ou sempre que houver necessidade; b) Quando houver derramamento de material biológico, limpar imediatamente com solução de hipoclorito a 2% em preparação diária. Notas: Se não houver álcool 70% pronto, realizar o preparo a partir do álcool 96º (álcool comercial), na proporção de 73 ml do álcool para 27 ml de água; No uso de água sanitária a 2%, observar sempre o prazo de validade e não manter a embalagem aberta ou com furo na tampa, porque o hipoclorito evapora e em diluições menores, perde sua função desinfetante. Descarte de Materiais Contaminados e Pérfuro-cortantes a) Agulhas, seringas, tubos quebrados, tubos contendo sangue ou soro devem ser desprezados em recipientes de paredes rígidas com tampa (latas de leite em pó ou similares podem ser utilizadas) e sinalizadas como “INFECTANTE” ou em caixas coletoras próprias para material infectante: __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 5 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina b) Papéis, luvas, gaze, algodão e outros, devem ser recolhidos em lixeiras com tampa, de preferência com pedal, contendo saco para lixo específico para material infectante (cor branca leitosa). Notas: Se não houver no município coleta de lixo especial para este tipo de resíduo, este deverá ser autoclavado antes do descarte em lixo comum. Todo resíduo gerado por materiais altamente contaminantes como as culturas, amostras da tuberculose e outros devem ser autoclavados em sacos próprios para autoclave, antes do descarte. Para a autoclavação, o saco deve ser preenchido somente até dois terços da sua capacidade e recomenda-se abri-lo dentro do autoclave para melhor penetração do vapor no seu conteúdo: Desta forma percebemos que a BIOSSEGURANÇA, é um conjunto de procedimentos, ações, técnicas, metodologias, equipamentos e dispositivos capazes de eliminar ou minimizar riscos inerentes as atividades de pesquisa, produção, ensino, desenvolvimento tecnológico e prestação de serviços, que podem comprometer a saúde do homem, dos animais, do meio ambiente ou a qualidade dos trabalhos desenvolvidos. TIPOS DE RISCO (Portaria do Ministério do Trabalho, MT no. 3214, de 08/06/78) 1. Riscos de Acidentes 2. Riscos Ergonômicos 3. Riscos Físicos 4. Riscos Químicos 5. Riscos Biológicos __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 6 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina 1. RISCOS DE ACIDENTES Considera-se risco de acidente qualquer fator que coloque o trabalhador em situação de perigo e possa afetar sua integridade, bem estar físico e moral. São exemplos de risco de acidente: as máquinas e equipamentos sem proteção, probabilidade de incêndio e explosão, arranjo físico inadequado, armazenamento inadequado, etc. 2. RISCOS ERGONÔMICOS Considera-se risco ergonômico qualquer fator que possa interferir nas características psicofisiológicas do trabalhador causando desconforto ou afetando sua saúde. São exemplos de risco ergonômico: o levantamento e transporte manual de peso, o ritmo excessivo de trabalho, a monotonia, a repetitividade, a responsabilidade excessiva, a postura inadequada de trabalho, o trabalho em turnos, etc. 3. RISCOS FÍSICOS Consideram-se agentes de risco físico as diversas formas de energia a que possam estar expostos os trabalhadores, tais como: ruído, vibrações, pressões anormais, temperaturas extremas, radiações ionizantes, radiações não ionizantes, ultra-som, materiais cortantes e ponteagudos, etc. 4. RISCOS QUÍMICOS Consideram-se agentes de risco químico as substâncias, compostas ou produtos que possam penetrar no organismo pela via respiratória, nas formas de poeiras, fumos, névoas, neblinas, gases ou vapores, ou que, pela natureza da atividade de exposição, possam ter contato ou ser absorvido pelo organismo através da pele ou por ingestão. 5. RISCOS BIOLÓGICOS Consideram-se agentes de risco biológico as bactérias, fungos, parasitos, vírus, entre outros. Classificação de risco biológico: os agentes de risco __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 7 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina biológico podem ser distribuídos em quatro classes de 1 a 4 por ordem crescente de risco (ver quadro abaixo, Classes de risco biológico), classificados segundo os seguintes critérios: · Patogenicidade para o homem. · Virulência. · Modos de transmissão · Disponibilidade de medidas profiláticas eficazes. · Disponibilidade de tratamento eficaz. · Endemicidade. Classes de risco biológico: Classe de Risco I - Escasso risco individual e comunitário. O Microrganismo tem pouca probabilidade de provocar enfermidades humanas ou enfermidades de importância veterinária. Ex: Bacillus subtilis Classe de Risco II - Risco individual moderado, risco comunitário limitado. A exposição ao agente patogênico pode provocar infecção, porém, se dispõe de medidas eficazes de tratamento e prevenção, sendo o risco de propagação limitado. Ex: Schistosoma mansoni Classe de Risco III - Risco individual elevado, baixo risco comunitário. O agente patogênico pode provocar enfermidades humanas graves, podendo propagar-se de uma pessoa infectada para outra, entretanto, existe profilaxia e/ou tratamento. Ex: Mycobacterium tuberculosis Classe de Risco IV - Elevado risco individual e comunitário. Os agentes patogênicos representam grande ameaça para as pessoas e animais, com fácil __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 8 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina propagação de um indivíduo ao outro, direta ou indiretamente, não existindo profilaxia nem tratamento. Ex: Vírus Ebola Níveis de contenção física para riscos biológicos: Para manipulação dos microrganismos pertencentes a cada um das quatro classes de risco devem ser atendidos alguns requisitos de segurança, conforme o nível de contenção necessário. · O nível 1 de contenção se aplica aos laboratórios de ensino básico, nos quais são manipulados os microrganismos pertencentes a classe de risco I. Não é requerida nenhuma característica de desenho, além de um bom planejamento espacial, funcional e a adoção de boas práticas laboratoriais. · O nível 2 de contenção é destinado ao trabalho com microrganismos da classe de risco II, se aplica aos laboratórios clínicos ou hospitalares de níveis primários de diagnóstico, sendo necessário, além da adoção das boas práticas, o uso de barreiras físicas primárias (cabine de segurança biológica e equipamentos de proteção individual) e secundárias (desenho e organização do laboratório). · O nível 3 de contenção é destinado ao trabalho com microrganismos da classe de risco III ou para manipulação de grandes volumes e altas concentrações de microrganismos da classe de risco II. Para este nível de contenção são requeridos além dos itens referidos no nível 2, desenho e construção laboratoriais especiais. Devem ser mantidos controles rígidos quanto à operação, inspeção e manutenção das instalações e equipamentos. O pessoal técnico deve receber treinamento específico sobre procedimentos de segurança para a manipulação desses microrganismos. · O nível 4 ou contenção máxima destina-se a manipulação de microrganismos da classe de risco IV, é o laboratório com maior nível de contenção e representa uma unidade geográfica e funcionalmente independente de outras áreas. Esses laboratórios requerem, além dos requisitos físicos e operacionais dos níveis de __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 9 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina contenção 1, 2 e 3, barreiras de contenção (instalações, desenho, equipamentos de proteção) e procedimentos especiais de segurança. MÉTODOS DE CONTROLE DE AGENTE DE RISCO : os elementos básicos para contenção de agentes de risco: uso das Boas práticas de laboratório (GLP) e uso das Barreiras. BOAS PRÁTICAS DE LABORATÓRIO - GLP · Observância de práticas e técnicas microbiológicas padronizadas. · Conhecimento prévio dos riscos. · Treinamento de segurança apropriado. ·Manual de biossegurança (identificação dos riscos, especificação das práticas, procedimentos para eliminação de riscos). 1. - RECOMENDAÇÕES GERAIS · Nunca pipete com a boca, nem mesmo água destilada. Use dispositivos de pipetagem mecânica. ·Não coma, beba, fume, masque chiclete ou utilize cosméticos no laboratório. · Evite o hábito de levar as mãos à boca, nariz, olhos, rosto ou cabelo, no laboratório. · Lave as mãos antes de iniciar o trabalho e após a manipulação de agentes químicos, material infeccioso, mesmo que tenha usado luvas de proteção, bem como antes de deixar o laboratório. · Objetos de uso pessoal não devem ser guardados no laboratório. ·Utilize jalecos ou outro tipo de uniforme protetor, de algodão, apenas dentro do laboratório. Não utilize essa roupa fora do laboratório. · Não devem ser utilizadas sandálias ou sapatos abertos no laboratório. · Utilize luvas quando manusear material infeccioso. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 10 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina · Não devem ser usados jóias ou outros adornos nas mãos, porque podem impedir uma boa limpeza das mesmas. · Mantenha a porta do laboratório fechada. Restrinja e controle o acesso do mesmo. ·Não mantenha plantas, bolsas, roupas ou qualquer outro objeto não relacionado com o trabalho dentro do laboratório. · Use cabine de segurança biológica para manusear material infeccioso ou materiais que necessitem de proteção contra contaminação. · Utilize dispositivos de contenção ou minimize as atividades produtoras de aerossóis, tais como operações com grandes volumes de culturas ou soluções concentradas. Essas atividades incluem: centrifugação (utilize sempre copos de segurança), misturadores tipo Vortex (use tubos com tampa), homogeneizadores (use homogeneizadores de segurança com copo metálico), sonicagem, trituração, recipientes abertos de material infeccioso, frascos contendo culturas, inoculação de animais, culturas de material infeccioso e manejo de animais. Qualquer pessoa com corte recente, com lesão na pele ou com ferida aberta (mesmo uma extração de dente), devem abster-se de trabalhar com patógenos humanos. Coloque as cabines de segurança biológica em áreas de pouco trânsito no laboratório, minimize as atividades que provoquem turbulência de ar dentro ou nas proximidades da cabine. As cabines de segurança biológica não devem ser usadas em experimentos que envolvam produtos tóxicos ou compostos carcinogênicos. Neste caso utilizam-se capelas químicas. Descontamine todas as superfícies de trabalho diariamente e quando houver respingos ou derramamentos. Observe o processo de desinfecção específico para escolha e utilização do agente desinfetante adequado. Coloque todo o material com contaminação biológica em recipientes com tampa e a prova de vazamento, antes de removê-los do laboratório para autoclavação. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 11 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina Descontamine por autoclavação ou por desinfecção química, todo o material com contaminação biológica, como: vidraria, caixas de animais, equipamentos de laboratório, etc..., seguindo as recomendações para descarte desses materiais. Descontamine todo equipamento antes de qualquer serviço de manutenção. Cuidados especiais devem ser tomados com agulhas e seringas. Useas somente quando não houver métodos alternativos. Seringas com agulhas ao serem descartadas devem ser depositadas em recipientes rígidos, a prova de vazamento e embalados como lixo patológico. Vidraria quebrada e pipetas descartáveis, após descontaminação, devem ser colocadas em caixa com paredes rígidas rotulada “vidro quebrado” e descartada como lixo geral. Saiba a localização do mais próximo lava olhos, chuveiro de segurança e extintor de incêndio. Saiba como usá-los. Mantenha preso em local seguro todos os cilindros de gás, fora da área do laboratório e longe do fogo. Zele pela limpeza e manutenção de seu laboratório, cumprindo o programa de limpeza e manutenção estabelecido para cada área, equipamento e superfície. Todo novo funcionário ou estagiário deve ter treinamento e orientação específica sobre BOAS PRÁTICAS LABORATORIAIS e PRINCÍPIOS DE BIOSSEGURANÇA aplicados ao trabalho que irá desenvolver. Qualquer acidente deve ser imediatamente comunicado à chefia do laboratório, registrado em formulário específico e encaminhado para acompanhamento junto a Comissão de Biossegurança da Instituição. Fique atento à qualquer alteração no seu quadro de saúde e dos funcionários sob sua responsabilidade, tais como: gripes, alergias, diarréias, dores de cabeça, enxaquecas, tonturas, mal estar em geral, etc... e notifique imediatamente à chefia do laboratório. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 12 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina BARREIRAS 1. - BARREIRAS PRIMÁRIAS 1.1. EQUIPAMENTO DE PROTEÇÃO INDIVIDUAL – EPI São empregados para proteger o pessoal da área de saúde do contato com agentes Infecciosos, tóxicos ou corrosivos, calor excessivo, fogo e outros perigos. A roupa e o equipamento servem também para evitar a contaminação do material em experimento ou em produção. São exemplos: LUVAS são usadas como barreira de proteção prevenindo contra contaminação das mãos ao manipular material contaminado, reduzindo a probabilidade de que microrganismos presentes nas mãos sejam transmitidos durante procedimentos. O uso de luvas não substitui a necessidade da LAVAGEM DAS MÃOS porque elas podem ter pequenos orifícios inaparentes ou danificar-se durante o uso, podendo contaminar as mãos quando removidas. _ Usar luvas de látex SEMPRE que houver CHANCE DE CONTATO com sangue, fluídos do corpo, dejetos, trabalho com microrganismos e animais de laboratório. _ Usar luvas de PVC para manuseio de citostáticos (mais resistentes, porém menos sensibilidade). _ Lavar instrumentos, roupas, superfícies de trabalho SEMPRE usando luvas. _ NÃO usar luvas fora da área de trabalho, NÃO abrir portas, NÃO atender telefone. _ Luvas (de borracha) usadas para limpeza devem permanecer 12 horas em solução de Hipoclorito de Sódio a 0,1% (1g/l de cloro livre = 1000 ppm). Verificar a integridade das luvas após a desinfecção. _ NUNCA reutilizar as luvas, DESCARTÁ-LAS de forma segura. JALECO, os vários tipos de jalecos são usados para fornecer uma barreira de proteção e reduzir a oportunidade de transmissão de microrganismos. Previnem a contaminação das roupas do pessoal, protegendo a pele da exposição a sangue e fluidos corpóreos, salpicos e derramamentos de material infectado. _ São de uso constante nos laboratórios e constituem uma proteção para o profissional. _ Devem sempre ser de mangas longas, confeccionados em algodão ou fibra sintética (não inflamável). __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 13 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina _ Os descartáveis devem ser resistentes e impermeáveis. _ Uso de jaleco é PERMITIDO somente nas ÁREAS DE TRABALHO. NUNCA EM REFEITÓRIOS, ESCRITÓRIOS, BIBLIOTECAS, ÔNIBUS, ETC. _ Jalecos NUNCA devem ser colocados no armário onde são guardados objetos pessoais. _ Devem ser descontaminados antes de serem lavados. OUTROS EQUIPAMENTOS _ Óculos de Proteção e Protetor Facial (protege contra salpicos, borrifos, gotas, impacto). _ Máscara (tecido, fibra sintética descartável, com filtro HEPA, filtros para gases, pó, etc.). _ Avental impermeável. _ Uniforme de algodão, composto de calça e blusa. _ Luvas de borracha, amianto, couro, algodão e descartáveis. _ Dispositivos de pipetagem (borracha peras, pipetadores automáticos, etc.). 1.2. - EQUIPAMENTOS DE PROTEÇÃO COLETIVA (EPC) São equipamentos que possibilitam a proteção do pessoal do laboratório, do meio ambiente e da pesquisa desenvolvida. São exemplos: CABINES DE SEGURANÇA As Cabines de Segurança Biológica constituem o principal meio de contensão e são usadas como barreiras primárias para evitar a fuga de aerossóis para o ambiente. Há três tipos de cabines de segurança biológica: Classe I Classe II – A, B1, B2, B3. Classe III Observe o procedimento correto para uso da Cabine de Segurança Biológica. Fechar as portas do laboratório. Evitar circulação de pessoas no laboratório durante o uso da cabine. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 14 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina Ligar a cabine e a luz UV de 15 a 20 minutos antes de seu uso. Descontaminar a superfície interior com gaze estéril embebida em álcool etílico ou isopropílico a 70%. Lavar as mãos e antebraços com água e sabão e secar com toalha ou papel toalha descartável. Passar álcool etílico ou isopropílico a 70% nas mãos e antebraços. Usar jaleco de manga longa, luvas, máscara, gorro e pró-pé quando necessário. Colocar os equipamentos, meios, vidraria, etc. no plano de atividade da área de trabalho. Limpar todos os objetos antes de introduzi-los na cabine. Organizar os materiais de modo que os itens limpos e contaminados não se misturem. Minimizar os movimentos dentro da cabine. Colocar os recipientes para descarte de material no fundo da área de trabalho ou lateralmente (câmaras laterais, também, são usadas). Usar incinerador elétrico ou microqueimador automático (o uso de chama do bico de Bunhsen pode acarretar danos no filtro HEPA e interromper o fluxo de ar causando turbulência). Usar pipetador automático. Conduzir as manipulações no centro da área de trabalho. Interromper as atividades dentro da cabine enquanto equipamentos como centrífugas, misturadores, ou outros equipamentos estiverem sendo operados. Limpar a cabine, ao término do trabalho, com gaze estéril embebida com álcool etílico ou isopropílico a 70%. Descontaminar a cabine (a descontaminação poderá ser feita com formalina fervente; aquecimento de paraformaldeído (10,5g/m3) ou mistura de formalina, paraformaldeído e água com permanganato de potássio. (35 mL de formalina e 7,5 g de permanganato de potássio). Deixar a cabine ligada de 15 a 20 minutos antes de desligá-la. Não introduzir na cabine objetos que causem turbulência. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 15 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina Não colocar na cabine materiais poluentes como madeira, papelão, papel, lápis, borracha. Evitar espirrar ou tossir na direção da zona estéril (usar máscara). A cabine não é um depósito, evite guardar equipamentos ou quaisquer outras coisas no seu interior, mantendo as grelhas anteriores e posteriores desobstruídas. Não efetue movimentos rápidos ou gestos bruscos na área de trabalho. Evite fontes de calor no interior da cabine, utilize microqueimadores elétricos. Emprego de chama, só quando absolutamente necessário. Jamais introduzir a cabeça na zona estéril. A projeção de líquidos e sólidos contra o filtro deve ser evitada. As lâmpadas UV não devem ser usadas enquanto a cabine de segurança estiver sendo utilizada. Seu uso prolongado não é necessário para uma boa esterilização e provoca deterioração do material e da estrutura da cabine. As lâmpadas UV devem ter controle de contagem de tempo de uso. Os recipientes para descarte de material devem estar sobre o chão, carrinhos ou mesas ao lado da cabine de segurança. Papéis presos no painel de vidro ou acrílico da cabine limitará o campo de visão do usuário e diminuirá a intensidade de luz podendo causar acidentes. FLUXO LAMINAR DE AR Massa de ar dentro de uma área confinada movendo-se com velocidade uniforme ao longo de linhas paralelas. CAPELA QUÍMICA NB Cabine construída de forma aerodinâmica cujo fluxo de ar ambiental não causa turbulências e correntes, assim reduzindo o perigo de inalação e contaminação do operador e ambiente. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 16 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina CHUVEIRO DE EMERGÊNCIA Chuveiro de aproximadamente 30 cm de diâmetro, acionado por alavancas de mão, cotovelos ou joelhos. Deve estar localizado em local de fácil acesso. LAVA OLHOS Dispositivo formado por dois pequenos chuveiros de média pressão, acoplados a uma bacia metálica, cujo ângulo permite direcionamento correto do jato de água. Pode fazer parte do chuveiro de emergência ou ser do tipo frasco de lavagem ocular. MANTA OU COBERTOR Confeccionado em lã ou algodão grosso, não podendo ter fibras sintéticas. Utilizado para abafar ou envolver vítima de incêndio. VASO DE AREIA Também chamado de balde de areia, é utilizado sobre derramamento de álcalis para neutralizá-lo. EXTINTOR DE INCÊNDIO A BASE DE ÁGUA Utiliza o CO2 como propulsor. É usado em papel, tecido e madeira. Não usar em eletricidade, líquidos inflamáveis, metais em ignição. EXTINTOR DE INCÊNDIO DE CO2 EM PÓ Utiliza o CO2 em pó como base. A força de seu jato é capaz de disseminar os materiais incendiados. É usado em líquidos e gases inflamáveis, fogo de origem elétrica. Não usar em metais alcalinos e papel. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 17 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina EXTINTOR DE INCÊNDIO DE PÓ SECO Usado em líquidos e gases inflamáveis, metais do grupo dos álcalis, fogo de origem elétrica. EXTINTOR DE INCÊNDIO DE ESPUMA Usado para líquidos inflamáveis. Não usar para fogo causado por eletricidade. EXTINTOR DE INCÊNDIO DE BCF Utiliza o bromoclorodifluorometano. É usado em líquidos inflamáveis, incêndio de origem elétrica. O ambiente precisa ser cuidadosamente ventilado após seu uso. MANGUEIRA DE INCÊNDIO Modelo padrão, comprimento e localização são fornecidos pelo Corpo de Bombeiros. PROCEDIMENTOS PARA DESCARTE DOS RESÍDUOS GERADOS EM LABORATÓRIO 1 - RESÍDUOS INFECTANTES Estes resíduos podem ser divididos em quatro grupos a saber: Material proveniente de áreas de Isolamento Incluem-se aqui, sangue e secreções de pacientes que apresentam doenças transmissíveis. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 18 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina Material Biológico Composto por culturas ou estoques de microrganismos provenientes de laboratórios clínicos ou de pesquisa, meios de cultura, placas de Petri, instrumentos usados para manipular, misturar ou inocular microrganismos, vacinas vencidas ou inutilizadas, filtros e gases aspiradas de áreas contaminadas. Sangue Humano e Hemoderivados Composto por bolsas de sangue com prazo de utilização vencida, inutilizada ou com sorologia positiva, amostras de sangue para análise, soro, plasma, e outros subprodutos. PROCEDIMENTOS RECOMENDADOS PARA O DESCARTE _ As disposições inadequadas dos resíduos gerados em laboratório poderão constituir focos de doenças infecto-contagiosas se, não forem observados os procedimentos para seu tratamento. _ Lixo contaminado deve ser embalado em sacos plásticos para o lixo tipo 1, de capacidade máxima de 100 litros, indicados pela NBR 9190 da ABNT. _ Os sacos devem ser totalmente fechados, de forma a não permitir o derramamento de seu conteúdo, mesmo se virados para baixo. Uma vez fechados, precisam ser mantidos íntegros até o processamento ou destinação final do resíduo. Caso ocorram rompimentos freqüentes dos sacos, deverão ser verificados, a qualidade do produto ou os métodos de transporte utilizados. Não se admite abertura ou rompimento de saco contendo resíduo infectante sem tratamento prévio. _ Havendo derramamento do conteúdo, cobrir o material derramado com uma solução desinfetante (por exemplo, hipoclorito de sódio a 10.000 ppm), recolhendo-se em seguida. Proceder, depois, a lavagem do local. Usar os equipamentos de proteção necessários. _ Todos os utensílios que entrarem em contato direto com o material deverão passar por desinfecção posterior. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 19 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina _ Os sacos plásticos deverão ser identificados com o nome do laboratório de origem, sala, técnica responsável e data do descarte. _ Autoclavar a 121 C (125F), pressão de 1 atmosfera (101kPa, 151 lb/in acima da pressão atmosférica) durante pelo menos 20 minutos. _ As lixeiras para resíduos desse tipo devem ser providas de tampas. _ Estas lixeiras devem ser lavadas, pelo menos uma vez por semana, ou sempre que houver vazamento do saco. 2 - RESÍDUOS PERFUROCORTANTES Os resíduos perfurocortantes constituem a principal fonte potencial de riscos, tanto de acidentes físicos como de doenças infecciosas. São compostos por: agulhas, ampolas, pipetas, lâminas de bisturi, lâminas de barbear e qualquer vidraria quebrada ou que se quebre facilmente. PROCEDIMENTOS RECOMENDADOS PARA O DESCARTE Os resíduos perfurocortantes devem ser descartados em recipientes de paredes rígidas, com tampa e resistentes à autoclavação. Estes recipientes devem estar localizados tão próximo quanto possíveis da área de uso dos materiais. Os recipientes devem ser identificados com etiquetas autocolantes, contendo informações sobre o laboratório de origem, técnico responsável pelo descarte e data do descarte. Embalar os recipientes, após tratamento para descontaminação, em sacos adequados para descarte identificados como material perfurocortantes e descartar como lixo comum, caso não sejam incinerados. A agulha não deve ser retirada da seringa após o uso. No caso de seringa de vidro, levá-la juntamente com a agulha para efetuar o processo de descontaminação. Não quebrar, entortar ou recapear as agulhas. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 20 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina 3 - RESÍDUOS RADIOATIVOS Compostos por materiais radioativos ou contaminados com radionuclídeos com baixa atividade provenientes de laboratórios de pesquisa em química e biologia, laboratórios de análises clínicas e serviços de Medicina Nuclear. São normalmente, sólidos ou líquidos (seringas, papel absorvente, frascos, líquidos derramados, urina, fezes, etc.). Resíduos radioativos, com atividade superior às recomendadas pela Comissão Nacional de Energia Nuclear (CNEN), deverão ser acondicionados em depósitos de decaimento (até que suas atividades se encontrem dentro do limite permitido para sua eliminação). PROCEDIMENTOS ESPECÍFICOS PARA O DESCARTE Não misturar rejeitos radioativos líquidos com sólidos. Preveja o uso de recipientes especiais, etiquetados e apropriados à natureza do produto radioativo em questão. Coletar materiais como agulhas, ponteiras de pipetas e outros objetos afiados, contaminados por radiação, em recipientes específicos, com sinalização de radioatividade. Os containers devem ser identificados com: Isótopo presente, tipo de produto químico e concentração, volume do conteúdo, laboratório de origem, técnico responsável pelo descarte e a data do descarte. Os rejeitos não devem ser armazenados no laboratório, mas sim em um local previamente adaptado para isto, aguardando o recolhimento. Considerar como de dez meias vidas o tempo necessário para obter um decréscimo quase total para a atividade dos materiais (fontes não seladas) empregadas na área biomédica. Pessoal responsável pela coleta de resíduos radioativos devem utilizar vestimentas protetoras e luvas descartáveis. Estas serão eliminadas após o uso, também, como resíduo radioativo. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 21 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina Em caso de derramamento de líquidos radioativos, poderão ser usados papéis absorventes ou areia, dependendo da quantidade derramada. Isto impedirá seu espalhamento. Estes deverão ser eliminados juntos com outros resíduos radioativos. OBSERVAÇÕES IMPORTANTES: Os Procedimentos estabelecidos para a eliminação de rejeitos radioativos foram padronizados pela Norma CNEN-NE-6.05 (CNEN, 1985). O pessoal envolvido na manipulação desses rejeitos devem receber treinamento específico para realização dessa atividade, além de uma regular vigilância médico sanitária. 4 - RESÍDUOS QUÍMICOS Os resíduos químicos apresentam riscos potenciais de acidentes inerentes às suas propriedades específicas. Devem ser consideradas todas as etapas de seu descarte com a finalidade, de minimizar, não só acidentes decorrentes dos efeitos agressivos imediatos (corrosivos e toxicológicos), como os riscos cujos efeitos venham a se manifestar a mais longo prazo, tais como os teratogênicos, carcinogênicos e mutagênicos. São compostos por resíduos orgânicos ou inorgânicos tóxicos, corrosivos, inflamáveis, explosivos, teratogênicos, etc. Para a realização dos procedimentos adequados de descarte, é importante a observância do grau de toxicidade e do procedimento de não mistura de resíduos de diferentes naturezas e composições. Com isto, é evitado o risco de combinação química e combustão, além de danos ao ambiente de trabalho e ao meio ambiente. Para tanto, é necessário que a coleta desses tipos de resíduos seja periódica. Os resíduos químicos devem ser tratados antes de descartados. Os que não puderem ser recuperados, devem ser armazenados em recipientes próprios para posterior descarte. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 22 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina No armazenamento de resíduos químicos devem ser considerados a compatibilidade dos produtos envolvidos, a natureza do mesmo e o volume. PROCEDIMENTOS GERAIS DE DESCARTE Cada uma das categorias de resíduos orgânicos ou inorgânicos relacionados deve ser separada, acondicionada, de acordo com procedimentos e formas específicas e adequadas a cada categoria. Na fonte produtora do rejeito e em sua embalagem deverão existir os símbolos internacionais estabelecidos pela Organização Internacional de Normalização (ISO) e pelo Comitê de Especialistas em Transporte de Produtos Perigosos, ambos da Organização das Nações Unidas, adequados a cada caso. _ Além do símbolo identificador da substância, na embalagem contendo esses resíduos deve ser afixada uma etiqueta autoadesiva, preenchida em grafite contendo as seguintes informações: Laboratório de origem, conteúdo qualitativo, classificação quanto à natureza e advertências. _ Os rejeitos orgânicos ou inorgânicos sem possibilidade de descarte imediato devem ser armazenados em condições adequadas específicas. _ Os resíduos orgânicos ou inorgânicos deverão ser desativados com o intuito de transformar pequenas quantidades de produtos químicos reativos em produtos derivados inócuos, permitindo sua eliminação sem riscos. Este trabalho deve ser executado com cuidado, por pessoas especializadas. _ Os resíduos que serão armazenados para posterior recolhimento e descarte/incineração, devem ser recolhidos separadamente em recipientes coletores impermeáveis a líquidos, resistentes, com tampas rosqueadas para evitar derramamentos e fechados para evitar evaporação de gases. _ Resíduos inorgânicos tóxicos e suas soluções aquosas – Sais inorgânicos de metais tóxicos e suas soluções aquosas devem ser previamente diluídos a níveis de concentração que permitam o descarte direto na pia em água corrente. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 23 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina Concentrações máximas permitidas ao descarte direto na pia para cada metal: Cádmio - no máximo 1 mg/L, Chumbo- no máximo 10 mg/L, Zinco- no máximo 5 mg/L, Cobre- no máximo 5 mg/L, Cromo- no máximo 10 mg/L e de Prata- no máximo 1 mg/L _ Resíduos inorgânicos ácidos e suas soluções aquosas – Diluir com água, neutralizar com bases diluídas e, descartar na pia em água corrente. _ Resíduos inorgânicos básicos e suas soluções aquosas – Diluir com água, neutralizar com ácidos diluídos e descartar na pia em água corrente. _ Resíduos inorgânicos neutros e suas soluções aquosas – Diluir com água e descartar na pia em água corrente. _ Resíduos inorgânicos insolúveis em água: _ Com risco de contaminação ao meio ambiente – armazenar em frascos etiquetados e de conteúdo similar, para posterior recolhimento. _ Sem risco de contaminação ao meio ambiente – coletar em saco plástico e descartar como lixo comum. _ Resíduos orgânicos e suas soluções aquosas tóxicas – coletar em frascos etiquetados e de conteúdo similar para posterior recolhimento. _ Resíduos orgânicos ácidos e suas soluções aquosas – diluir com água, neutralizar com ácidos diluídos e descartar na pia em água corrente. _ Resíduos orgânicos básicos e suas soluções aquosas – diluir com água, neutralizar com ácidos diluídos e descartar na pia em água corrente. _ Resíduos orgânicos neutros e suas soluções aquosas – diluir com água e descartar na pia em água corrente. _ Resíduos orgânicos sólidos insolúveis em água: _ Com risco de contaminação ao meio ambiente – armazenar em frascos etiquetados e de conteúdo similar para posterior recolhimento. _ Sem risco de contaminação ao meio ambiente – coletar em sacos plásticos e descartar em lixo comum. _ Resíduos de solventes orgânicos: _ Solventes halogenados puros ou em mistura – armazenar em frascos etiquetados e de conteúdo similar para posterior recolhimento. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 24 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina _ Solventes isentos de halogenados, puros ou em mistura – coletar em frascos etiquetados e de conteúdo similar, para posterior incineração. _ Solventes isentos de toxicidade, puros ou em solução aquosa, utilizados em grande volume – coletar em frascos etiquetados e de conteúdo similar para posterior recuperação. _ Solventes que formam peróxidos e suas misturas – coletar em frascos, adicionar substâncias que impeçam a formação de peróxidos, etiquetar, para posterior incineração. 5 - RESÍDUOS COMUNS Composto por todos os resíduos que não se enquadram em nenhuma das categorias anteriores e que, por sua semelhança com os resíduos domésticos comuns, podem ser considerados como tais. ROTINAS DE ESTERILIZAÇÃO Vidraria a ser autoclavada de rotina: a vidraria deve ser autoclavada a 120O C por 20 minutos e postas para secar em estufa. A vidraria com tampa de poliestireno não deve ser submetida a temperatura acima de 50O C no forno. Os demais materiais a serem esterilizados devem ser solicitados, diretamente, ao pessoal da esterilização, pelos próprios usuários. 1. Tubos de ensaio, frascos e pipetas: a) Contaminados ou sujos com material proteico: Após o uso imergí-los em solução de hipoclorito de sódio a 1% em vasilhames apropriados (pipetas Pasteur e demais separadamente) por, no mínimo, 12 horas. b) Vidraria suja com material aderente (Nujol, Percoll, Adjuvantes oleosos, etc.): Lavar em água de torneira e colocá-los em solução de Extran a 2% próximos a pia das salas dos laboratórios por um período mínimo de 04 horas (Pipetas Pasteur e demais separadamente). __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 25 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina Observação: A vidraria maior que não couber dentro dos vasilhames deve ser tratada colocando-se a solução desinfetante ou detergente dentro da mesma. c) Vidrarias utilizadas com água ou soluções tampões sem proteínas: Os frascos deverão ser lavados pelo próprio usuário, em água corrente e, em seguida, três vezes em água destilada, colocados para secar deixando-os emborcados sobre papel toalha no laboratório, próximo a pia. Após secarem, deverão ser tampados com papel alumínio e guardados nos armários. Tubos e pipetas deverão ser processados como se estivessem contaminados. d) Pipetas sujas com gel: Colocar em vasilhames separados e ferver antes de juntar as demais pipetas. 2. Lâminas e Lamínulas:colocar nos vasilhames apropriados e rotulados para as mesmas com solução de hipoclorito a 1%. Após o trabalho, colocar as lâminas e lamínulas em vasilhames separados. Lavar as lamínulas no laboratório e colocar em vasilhames contendo álcool, na mesa de apoio do fluxo. 3 - Câmara e Lamínula de Neubauer e Homogeneizadores de Vidro: após uso, colocar em vasilhame imergindo em hipoclorito a 1%. Após 1 hora, lavar em água corrente, secar e guardar. MATERIAL PLÁSTICO 1) Frasco, tubos de ensaio, seringas, ponteiras e tampas a) Contaminados: Imergir em hipoclorito de sódio a 1% no mesmo vasilhame utilizado para as vidrarias, com exceção das ponteiras, que deverão ser colocadas em recipientes menores, separados. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 26 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina Observação: Encher as ponteiras com a solução de hipoclorito ao desprezá-las. b) Não contaminados, porém sujos com material aderente (adjuvante oleoso, Nujol, Percoll,etc): Lavar em água corrente e imergir em Extran a 2% por tempo mínimo de 04 horas em vasilhame apropriado. 2) Pipetas Descartáveis a) Contaminadas: colocar no vasilhame para pipeta de vidro. b) Sujas com material aderente: lavar em água corrente e colocar no vasilhame para pipeta de vidro. 3) Tampas pretas de poliestireno: imergir em formol a 10% ou glutaraldeído a 2% por um mínimo de 24 horas ou 02 horas respectivamente. OUTROS MATERIAIS: 1) Agulhas descartáveis a) Contaminadas: Após o uso imergir no vasilhame de paredes duras contendo formol a 10%, para isso destinado, pelo menos 24 horas. Observação: DESPREZÁ-LAS SEM USAR O PROTETOR a fim de se evitar o risco de acidentes (punção acidental do dedo). b) Sujas com material aderente: Desprezá-las com o respectivo protetor bem preso. Após a descontaminação deverá ser incinerado 2) Material Cirúrgico a) Contaminado: Imergir em solução de glutaraldeido a 2% por 02 horas para desinfectar. Após lavar em água corrente e destilada, secar com gaze e guardar. Se desejar esterilizar o material, submeter a glutaraldeido a 2% durante 10 horas, lavar e secar com água e gaze estéreis dentro do fluxo laminar. Alternativamente. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 27 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina 3) Tampões de Gaze a) Molhados com cultura: Colocar no vasilhame com hipoclorito de sódio a 1% para ser desprezado após desinfecção. b) Secos: Deixar em vasilhame reservado por, no mínimo, 48 horas e em seguida reutilizá-los. 4) Filtros Millipore Pequenos Devem ser desmontados pelo operador, colocados dentro de um frasco com hipoclorito e entregues à esterilização (até às 16 horas). 5) Culturas de parasitos não utilizados Colocar um volume duas vezes maior de hipoclorito dentro dos frascos e em seguida desprezar dentro do vasilhame para vidrarias ou plásticos. 6) Imãs para agitadores magnéticos Após uso, lavar com água corrente e destilada, secar e guardar. 7) Placas de gel de poliacrilamida Após o uso, lavar em água corrente, água destilada e álcool, secar e guardar. EQUIPAMENTOS, BANCADAS E PIAS 1) Cada usuário deverá limpar e arrumar as bancadas e equipamentos após o uso. 2) No final do expediente as bancadas deverão ser limpas com hipoclorito a 0,5% e, na sexta-feira, à tarde, no caso, na sala de cultura, fazer a mesma limpeza com fenol semisintético (Germipol – 50 mL/L), utilizando máscara. 3) As pias deverão ser limpas no início do expediente, quando forem removidos os materiais a serem lavados. 4) Verificar se os refrigeradores e freezeres precisam ser descongelados e limpos, semanalmente, e executar a limpeza, se necessário. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 28 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina ALGUMAS NORMAS DA SALA DE ESTERILIZAÇÃO A) - LAVAGEM: 1) Retirar, os vasilhames com materiais a serem lavados, da sala, no início do expediente. 2) Lavar o material que estava com hipoclorito de sódio, fenol ou glutaraldeído em água corrente. 3) Mergulhar o material em Extran em vasilhames específicos para cada tipo de material, pelo período mínimo de 04 horas. 4) Retirar o Extran do material após escová-los (quando necessário), rinsando-os , repetidas vezes, com água de torneira seguido por água destilada. 5) Fazer a rinsagem das pipetas graduadas dentro do lavador de pipetas. 6) Secar o material em estufa. Colocar papel alumínio para cobrir a vidraria não autoclavável e devolver ao laboratório. B) ESTERILIZAÇÃO: 1) PIPETAS - Colocar chumaço de algodão, empacotar em papel pardo ou porta-pipetas e esterilizar em forno (170O C – 180O C) por 01 hora. REQUISIÇÕES E FICHAS DE NOTIFICAÇÃO Para que se realizem os exames, é importante que as requisições, fichas de notificação (quando aplicável) e os formulários estejam preenchidos corretamente, sem rasuras, com as condições e dados a seguir: a) Com letra bem legível: os dados da requisição e/ou ficha de notificação são registrados no computador ou em livros de registros. Se não forem perfeitamente legíveis, podem levar a trocas de nomes, exames ou envio para locais trocados; __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 29 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina b) Com nome, endereço e cidade da instituição: para que o resultado possa ser enviado para o local de origem é necessário que estes dados estejam na requisição ou na ficha; c) Nome do paciente completo: a quantidade de exames é muito grande e o número de nomes iguais é comum, por isso quanto mais dado mais segurança. O nome completo para todos os exames, facilita na hora de pesquisar o resultado no computador. d) Data de nascimento, idade e sexo: além de serem mais dados relacionados com o paciente, o que diminui a margem de erros, são dados importantes para a Vigilância Epidemiológica; e) Nome e carimbo do solicitante: o resultado é enviado para quem solicitou o exame, logo é necessário que seja legível na requisição; f) Descrição do material coletado: soro, sangue, líquor (Líquido Céfalo Raquidiano – LCR), medula óssea, lavado brônquico, fezes, urina, secreções, raspado de pele e outros; g) Exame(s) solicitado(s): a descrição do(s) exame(s) solicitado(s) deve ser bem legível e compatível com a quantidade. O material deve ser adequado ao exame a que se destina; h) Datas: da requisição; do início dos sintomas quando aplicável. Este dado é significativamente importante na análise do resultado do exame (Exs: Dengue, Leptospirose); da coleta quando necessário (Exs: CD4/CD8, PCR, Carga Viral, Dengue, Leptospirose); telefone para contato; dados epidemiológicos quando aplicável: nas requisições para HIV, não deixar de citar a forma de transmissão (sexual, sanguínea, perinatal, e outras); nas requisições para CD4/CD8, Carga Viral, HCV Qualitativo, HCV Quantitativo e HCV Genotipagem, preencher completamente os espaços de informações sobre o paciente; sobre os dados laboratoriais e clínicos (motivo pelo qual o exame está sendo solicitado, nº de vezes que fez os referidos exames, resultados anteriores, estágio clínico e se está em tratamento) e dados sobre o médico solicitante; __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 30 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina CONTROLE DE QUALIDADE Tradicionalmente, define-se o controle de qualidade como um sistema dinâmico e complexo sistema esse que envolve, diretamente ou indiretamente, todos os setores da empresa, com o instituto de melhorar e assegurar economicamente A qualidade do produto final. A função básica do controle de qualidade e analisar, pesquisar e prevenir a ocorrência de defeitos. A análise e a pesquisa são atividade-meio; a prevenção é a atividadefim do Controle da Qualidade. Ao prevenir, o Controle da Qualidade passa a atuar com a visão do futuro, própria da definição básica na qualidade adequação do uso. O controle envolve todos os produtos do laboratório, tanto aqueles que se destinam ao consumo interno (como um memorando, por ex.)quanto aos que serão colocados no mercado(incluindo serviços ou informações). O enfoque básico é controlar a qualidade em todas as suas manifestações. As técnicas de controle devem estar orientadas para o aumento de segurança dos resultados pelo aperfeiçoamento da exatidão, precisão, sensibilidade e especificidade de cada método. O Controle da Qualidade enfatiza o processo-único forma de efetivamente garantir o produto final com boa qualidade. A otimização do processo engloba os esforços destinados a minimizar custos, reduzir defeitos, eliminar perdas ou falhas e, enfim, racionalizar as atividades produtivas. Controle de Qualidade é um sistema para reconhecer e minimizar os erros analíticos no laboratório. Tem por finalidade a obtenção de resultados confiáveis e seguros. Para atingir este objetivo, a equipe de Garantia de Qualidade do laboratório deve implantar um Sistema de Controle de Qualidade que permita aos seus integrantes: - Garantir a qualidade de todos os resultados; - Tomar providências imediatas para eliminar as causas das não conformidades encontradas através de ações corretivas; __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 31 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina - Tomar medidas preventivas para que não haja uma nova ocorrência das não conformidades encontradas. Na área de Laboratórios Clínicos, a primeira iniciativa Interlaboratorial de Controle de Qualidade foi realizada nos EUA, em 1947, por Belk Sunderman. Eles empregaram um pool de soro humano para comparar as análises de um grupo laboratórios. Em 1950, Levey e Jennings aprimoraram o controle interno, já praticado na época, através da representação gráfica dos valores de cada dia. Estas atividades foram denominadas de Programas de Controle de Qualidade, e hoje são chamados de Controle externo e interno da Qualidade. 2.1. Sistema da Qualidade Toda empresa que for implantar o sistema da qualidade deve providenciar: 1. Infra - estrutura física e ambiental adequada. 2. Pessoal técnico selecionado e treinado, com programa de treinamento estabelecido. 3. Dispositivos de medição e ensaios de boa qualidade e calibradas, com plano de manutenção periódicas estabelecidos. 4. Reagentes de qualidade comprovada e aprovada pelosórgão competentes. 5. Métodos de medição e ensaio, atuais e padronizados. 6. Sistema da limpeza correta da vidraria. 7. Processos de coleta e conservação das amostras de acordo com a metodologia implantada. 8. Manual de qualidade com documentação completa e atualizada. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 32 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina 2.2. Gestão da Qualidade A Gestão da qualidade de uma empresa deve ser definida pela diretoria que determina o apoio e disponibilidade os recursos necessários. Compreende as atividades coordenadas para dirigir e controlar uma organização no que diz respeito à qualidade incluindo o estabelecimento da política da qualidade, objetivos da qualidade com indicadores e metais e responsabilidades. 2.3. Planejamento da Qualidade Compreende as ações de planejar e desenvolver a qualidade. O planejamento do processo e definido a partir da missão do laboratório, incluindo seus clientes e serviços. Desta maneira, pode se estabelecer os meios e os recursos e determinar os padrões a serem alcançados na prestação do serviço. 2.4. Controle de Qualidade Parte da gestão da qualidade focada no atendimento dos requisitos da qualidade. Possibilita avaliar a precisão e exatidão dos métodos analíticos. 2.5. Manutenção da Qualidade Consiste no acompanhamento na supervisão e na avaliação do sistema da qualidade para garantir que cada setor de trabalho possa obter produtos ou serviço de boa qualidade. 2.6. Melhoria na qualidade Objetiva aumentar a capacidade da empresa de atender os requisitos da qualidade. O acompanhamento e supervisão do trabalho desenvolvido __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 33 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina permitirão a resolução continua de problemas sugeridos na produção, resultando em uma melhoria dos processos. 2.7. Padronização no laboratório Clinico Na realização de um exame num laboratório clinico temos que considerar as seguintes etapas: 1-Etapa Pré - Analítica 2-Etapa Analítica 3-Etapa Pós - Analítica Pra se obter qualidade nos exames realizados e precisos que se faça uma padronização dos processos envolvidos desde a solicitação médica dos exames ate a liberação do laudo. De modo para que possamos entender o sistema de realização de um exame laboratorial, devemos ter em mente que o mesmo envolve uma serie de processos cada um do quais com fonte potenciais de erros. Portanto a padronização no laboratório clinica tem a finalidade de prevenir, detectar, identificar vê corrigir erros ou variações que possam ocorrer em todas as fases realização do teste. O sistema da garantia da qualidade de um laboratório clinica deve englobar as fases pré-analítica, analítica e pós-analítica dos exames laboratoriais. Com a padronização dos processos de realização dos exames é possível assegurar a monitoração da qualidade dos resultados finais. Todas as atividades do laboratório devem ser documentadas através do Procedimento operacional padrão (POP), aprovadas e colocadas á disposição do corpo técnico e de apoio. POP são documentos que descrevem detalhadamente cada atividade do laboratório. Ex: atendimento ao cliente, coleta de amostras, limpeza de descarte de material manipulação de equipamentos realização dos diversos exames, liberação de laudos. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 34 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina 2.8. Padronização dos processos Pré- analíticos 1-Identificação É muito importante que o paciente, a solicitação de exames e as amostras estejam devidamente identificadas: nome do paciente, data e hora da coleta, tipo de material (sangue total, soro, plasma, urina, etc.) 2-Preparação do paciente Todos os profissionais do laboratório devem ter conhecimento da importância da correta preparação do paciente e saber como ela pode afetar os resultados.Na preparação do paciente para a realização dos exames e muito importante observar o efeito de varias fatores, como: *Necessidade de jejum para o exame; estado nutricional; uso de álcool; Estresse; fumo; exercícios físicos. 3-Coleta da amostra Também da coleta a amostra biológica e muito importante que os profissionais responsáveis tenham conhecimento necessários dos erros variações que podem ocorrer antes, durante e após a obtenção da mesma. *Variações devido á obtenção, preparação e armazenamento da amostra: identificação incorreta do paciente; troca de material; contaminação da amostra; erro por hemólise, estase prolongada, homogeneização, centrifugação, conservação inadequada; erro no emprego de anticoagulantes: etc. Todos os instrumentos específicos para a coleta apropriada da amostra biológica e sua manipulação devem ser documentadas, implementadas pelo pessoal do laboratório e colocadas a disposição dos responsáveis pela coleta. 2.8.1. Padronização dos Processos Analíticos As diversas variações analíticas na realização de um exame laboratorial devem ser muito bem controladas para segurar que os resultados sejam exatos. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 35 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina Os métodos analíticos antes de serem implantados na rotina laboratorial, devem ser analisados em relação aos seguintes critérios: 1- Confiabilidade; precisão exatidão, sensibilidade, especificidade, linearidade 2-Praticidade: volume de tipo de amostra, duração do ensaio, complexidade metodológica, estabilidade dos reagentes, necessidades de equipamentos, custos, segurança pessoal. Outras variações importantes dos processos analíticos também devem ser cuidadosamente monitoradas, como: 1-Qualidade da água 2-Limpeza da vidraria 3-Calibração dos dispositivos de medição de ensaio: pipetas, vidraria, equipamentos, etc. Todos os processos analíticos também devem ser documentadas detalhadamente, implementados e colocados a disposição dos responsáveis pela realização dos diversos exames. 2.8.2. Padronização dos Processos Pós - Analítico Os processos Pós- Analíticos consistem nas etapas executadas após a realização do exame. A direção do laboratório é responsável por assegurar que o laudo seja entregue ao usuário adequado. Os laudos devem ser legíveis e sem rasuras de transcrição. Os dados dos laudos são confidenciais, devendo-se respeitar a privacidade do paciente e manter sigilo sobre o resultado. Os resultados devem ser liberados em prazos específicos. No laboratório devem permanecer copias ou arquivos de laudo para posterior recuperação, se necessário. Os laudos devem se recuperados em quanto clinicamente relevados. Deve existir uma IT para emitir, datas e assinar o laudo dos exames realizados, seja na rotina, nos plantões ou nas emergências. Também e importante ter procedimentos para transmissão de laudos por fax, telefone, internet ou outro meio. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 36 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina Conteúdo de um laudo: • Do laboratório Clinico • Nome, endereço completo, número de registro no conselho profissional, responsável técnico com seu registro no conselho profissional. • Do Paciente • Nome, número de registro no laboratório. • Do medico Solicitante • Nome, número do registro do conselho profissional • Do material ou troca do paciente • Tipo de data, hora da coleta ou recebimento, • Do resultado do exame • Nome do analítico, resultado, unidade, nome do método, intervalo de referencia, data de liberação 2.9 Do responsável técnico Alem dos procedimentos para os processos pré-analíticos, analíticos pós-analítica, o laboratório Clínico deve ter ainda procedimento da qualidade (pop) para: *Treinamento de pessoal *Prevenção e extinção de incêndio *Segurança do trabalho: Uso de equipamento e vestimentas de proteção (aventais, luvas, máscaras, óculos) prevenção de riscos químicos e biológicas. *Descarte de Material (biológico, químico, perfuro cortante) *Limpeza de material __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 37 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina 2.10 Procedimento Operacional Padrão (POP) Para melhoria na qualidade dentro do laboratório recomenda-se a elaboração de POPs, ou seja, protocolos que descrevem detalhadamente cada atividade realizada no laboratório, desde a coleta até a emissão do resultado final, incluindo utilização de equipamentos, procedimentos técnicos e inclusive cuidados de biossegurança e condutas a serem adotadas em acidentes. Os POPs têm como objetivo padronizar todas as ações para que diferentes técnicos possam compreender e executar, da mesma maneira, uma determinada tarefa, garantindo assim qualidade. Esses protocolos devem estar escritos de forma clara e completa possibilitando a compreensão e adesão de todos. Os POPs devem estar disponíveis em local de acesso e conhecido de todos os profissionais que atuam no ambiente laboratorial, revisados e atualizados periodicamente e devem ser assinados pelo responsável do laboratório. As instruções de trabalho para o procedimento analítico devem apresentar informações explicitas e instruções claras para toda a área onde serão empregadas. 1-Nome do procedimento Primeiramente, listar o nome principal do procedimento e depois os nomes alternativos. Listar também as abreviações mais comumente empregadas para aquele exame. 2-Nome e fundamento do método Nomear a metodologia e descrever o fundamento químico do método 3-Principais Aplicações Clínicas De uma maneira sintética, descrever as indicações médicas do exame. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 38 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina 4-Material ou Amostra do paciente Listar os tipos de amostras que podem ser usadas, volume recomendado. Indicar as condições em a amostra pode tornar-se inaceitável, tais como hemólise, lipemias, uso de medicamentos. Listar os procedimentos de preparação do paciente para a coleta da amostra. Fornecer instruções para o manuseio da amostra antes do teste, transporte, armazenamento, descarte e outras indicações pertinentes. 5-Padrões, Calibradores, Controles, Reagentes e Insumos Listar os reagentes (Padrões, Calibradores, reagentes e Insumos) empregados na ordem de uso. Indicar os nomes dos fornecedores, modo de preparo, conservação. 6-Equipamentos Listar os equipamentos a ser empregados no teste. Cuidados no manuseio. Seguir as instruções dos fabricantes. 7-Cuidados e precauções Descrever os cuidados da reação do reagente e amostra biológica, o descarte de insumos, empregados a Boas Pratica em Laboratório Clinico. 8-Procedimento detalhado Fazer uma descrição passo a passo da metodologia, de forma que possa ser desenvolvida por uma pessoa não familiarizada com o teste. 9-Linearidade do método Informar a linearidade do método. 10-Limite de detecção do método Informar o limite detecção do método. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 39 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina 11-Cálculos Quando aplicável descrever as formulas e procedimentos para a realização dos cálculos. 12-Controle de qualidade Especificar o material de controle usado as instruções de manipulação, identificação e a freqüência com que devem ser utilizadas. 13-Valores de referencia Identificar os valores de referencia para os indivíduos sadios. Quando pertinente, indicar parâmetros, tais como idade, sexo, raça. 14-Significado Clinico Dar uma breve explicação de como o exame e usado na clinica, Incluir as principais doenças com valores elevados ou diminuídos. 15-Valores Críticos Listar os valores críticos quando existirem. 16-Observações Incluir quaisquer variáveis analíticas que possam afetar o teste, tais como pH ou temperatura, bem como os efeitos de droga comumente usadas. 17-Referencia Bibliográfica Citar a literatura referente á metodologia, significado clinico. Em anexo modelo de POP. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 40 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina 3 ERROS POTENCIAS NA REALIZAÇÃO DE EXAMES Os principais erros ou variações que podem ocorrer nas etapas de realização de exames laboratoriais, desde o pedido do medico ate a interpretação final. 3.1. Erros Potenciais na Etapa Pré- Analítica: • Erros na solicitação do exame • Escrita ilegível, interpretação errada do exame, erro da identificação do paciente, falta de orientação por parte do medico ou do laboratório para determinados exames. • Erros na coleta da amostra • Identificação errada do paciente troca de amostras. • Paciente não preparado corretamente: falta de jejum, horário da coleta incorreto, tempo de coleta de amostra de urina incorreto. • Uso de anticoagulante errado, volume de amostra inadequado para os exames. • Hemólise e lipemias intensas, estase prolongada. • Transporte e armazenamento de amostras incorreto. • Contaminação de tubos, frascos, tampas 3.2. Erros potencias na Etapa Analítica: • Troca de amostras. • Erros de pipetagem: pipetas molhadas, volume incorreto • Vidraria e recipientes mal lavados. • Reagentes e padrões; contaminados mal conservados, com validade vencida, erros no preparo dos regentes, concentração errada. • Presença de interferentes na amostra: medicamentos, lipemias, hemólise. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 41 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina • Equipamentos: não calibrados, erros no protocolo de automação, cubetas arranhadas, com bolha de ar, com fonte de energia (luz), sujeira no sistema ótica do equipamento, ajuste incorreto do zero. • Temperatura ambiente e da reação não adequada. • Tempo de reação errada. • Erros nos Cálculos de concentração, nas unidades, não considerar diluições. 3.3. Erros potencias na Etapa Pós-Analítica: • Identificação errada do paciente, transcrição de dados incorreta, resultado ilegível, unidades erradas não identificadas de substancia interferentes. Especificidade, sensibilidade e precisão do teste não adequada. • Erros na interpretação dos resultados. 3.4. Coleta de Amostra Biológica A instrução para coleta da amostra biológica deve conter: 1-Preparação do paciente Transmitir de forma clara e objetiva instruções necessárias á preparação correta do paciente antes da coleta, quando exigido. Ex; coleta de urina 24hora, jejum obrigatório, restrição alimentar. 2-Material a ser colhido Especificar o material a ser colhido; sangue venoso, arterial, capilar, plasma, soro, sangue total, urina rotina, urina de 24horas, etc. 3-Horário da coleta Se aplicável, informar horário da coleta 4-Identificação efetiva do paciente 5-Identificação correta da amostra colhida 6-Cuidados especiais __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 42 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina Na manipulação e armazenamento da amostra biológica 7-Registro seguro do material empregado na coleta 8-Descarte seguro do material empregado na coleta 9-Preenchimento correto do cadastro do paciente Todas as amostras ou materiais dos pacientes devem ser identificados individualmente, de tal maneira que se possa fazer uma rasterabilidade, se necessário. Amostras com identificação inadequada não devem ser aceitas ou processadas. 4 CONTROLE INTERNO DA QUALIDADE Consiste na análise diária de amostra controle com valores dos analítos conhecidos para avaliar a precisão dos ensaios. Através do Controle Interno pode-se avaliar o funcionamento confiável e eficiente dos procedimentos para fornecer resultados válidos, que possam contribuir eficazmente no diagnóstico. O Controle Interno da Qualidade tem a finalidade de garantir a precisão, verificar a calibração dos sistemas analíticos e indicar o momento de se promover ações corretivas. Todo laboratório deve estabelecer um sistema próprio de melhoria da qualidade. A garantia da qualidade tem também a responsabilidade de implantar, avaliar, controlar e tomar decisões para eliminação das causas que originam as não conformidades. A equipe da garantia da qualidade necessita de elementos para reconhecer as não conformidades, analisá-las e propor ações corretivas e preventivas. Uma das ferramentas para se fazer essa avaliação é o gráfico de controle da qualidade. No Laboratório Clínico, os métodos analíticos pode ser monitorada através de ensaios de amostras controle com valores conhecidos juntamente com os ensaios das amostras dos pacientes. Os resultados dos controles são colocados em um gráfico controle e comparados com os “Limites Aceitáveis de Erro (LAE)” para aquele analíto. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 43 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina Os LAE correspondem à média mais ou menos dois desvios padrão. 5 CONTROLE EXTERNO DA QUALIDADE É um sistema de controle em que o resultado de cada teste do laboratório participante do programa é comparado com a média de consenso do seu grupo. A média do consenso para cada analíto é calculada pelo patrocinador do programa utilizando os resultados enviados pelos laboratórios, os quais são agrupados por metodologias de ensaios empregadas. Por tanto, consiste na comparação da exatidão dos exames de um laboratório com a de outros participantes considerando que em analises clínicas dispomos de pouquíssimos padrões internacionais, o Controle Externo da Qualidade torna-se a melhor ferramenta para determinar e ajustar a exatidão do métodos quantitativos. Com a participação efetiva em um Programa de Controle Externo de Qualidade, o laboratório poderá assegurar que os seus resultados se aproximam o máximo possível do valor real dentro de uma variabilidades analítica permitida. Neste sistema, os laboratórios participantes analisam amostras controles de concentrações desconhecidas que lhes são enviadas pela patrocinadora. A patrocinadora do programa recebe os resultados de cada laboratório e emitido ao participante um conceito com base em normas da OMS e da IFCC, nas seguintes categorias: - BOM: quando os resultados obtidos pelo laboratório estão dentro da média mais ou menos um desvio padrão. - ACEITÁVEL: quando a variabilidade laboratorial esta dentro da média mais ou menos dois desvios padrão. - INACEITÁVEL: quando a variabilidade esta fora da média mais ou menos dois desvios padrão. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 44 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina 5.1. Teste de Proficiência É outro tipo de Programa de Controle Externo da Qualidade para Laboratórios Clínicos. Consiste de amostras múltiplas de valor desconhecidos enviadas periodicamente aos laboratórios para realização de ensaios ou identificação. Os laboratórios são agrupados por metodologia, equipamento e os resultados são comparados com os dos outros pacientes. A avaliação é feita e reportada ao laboratório participante. 5.2. Materiais de Controle Materiais de Controle são empregados nos laboratórios clínicos com a finalidade de se fazer Controle Interno e Externo da Qualidade. No Controle Interno da Qualidade, as amostras controle são empregadas com a finalidade de monitorar a precisão, enquanto que em um Programa de Controle Externo da Qualidade avaliam a exatidão dos métodos analíticos. Os materiais de controle são fornecidos com valores estabelecidos pelos fabricantes. A média e a faixa de variação devem servir como orientação. É importante que os laboratórios estabeleçam os seus próprios valores médios e os respectivos limites de variação ou desvio padrão analítico. Os materiais de controle são disponíveis na forma líquida, gerando respostas diferentes para os diversos métodos de ensaio, principalmente em se tratando de dosagens enzimáticas. As amostras controle líquidas necessitam de temperaturas mais baixas durante o transporte e armazenamento. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 45 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina 6 CONTROLE DE QUALIDADE EM BIOQUIMÍCA 6.1. Amostras controle e padrão • Soro controle: são soluções que contêm os mesmos constituintes que são analisados na amostra. Esses soros são então analisados para uma variedade de constituintes; a faixa de valores esperados dos testes de cada componente é incluída quando os controles são despachados para os laboratórios. Um soro controle deve ser apropriado para correr junto com todas as dosagens químicas que o laboratório executa. Os controles devem ser analisados junto com as amostras dos pacientes, usando os mesmos métodos, condições de teste e reagentes iguais. Devem ser analisados dois níveis de controles, em com valores altos e outro com valores baixos. Eles devem ser feitos com cada conjunto de teste dos pacientes ou, pelo menos, uma vez por turno de trabalho. Os controles devem ser corridos após um conserto de aparelho e sempre que um resultado de paciente ficar duvidoso. • Padrão: é uma substância que tem um valor conhecido exato e que, quando pesada ou medida com exatidão, pode produzir uma solução com uma concentração exata. Os padrões são utilizados para calibrar aparelhos quando comprados ou recalibrados após em concerto ou nos intervalos recomendados pelo fabricante ou ainda, quando um método está fora de controle. 6.2. Exatidão e Precisão • Exatidão: refere-se À proximidade de um resultado analítico com o valor real. Resultados que estão mais próximos do valor real são mais exatos que outros que estejam mais afastados do valor real. A exatidão é proporcional a diferença entre um valor observado e o valor de referência. • Precisão: Refere-se à reprodutibilidade de resultados, ou a proximidade dos valores obtidos entre si. A precisão é proporcional a diferença __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 46 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina entre si dos valores observados para obter-se uma medida. Assim, quanto maior a concordância entre os valores individuais de um conjunto de medidas maior é a precisão. Um ponto muito importante a ser lembrado é que pode- se ter precisão sem ter exatidão; ou seja, pode- se produzir resultados que são próximos em valores, uns dos outros, mas por causa de um erro, os valores são inexatos, por não serem próximos do valor real. 6.3. Tipos de erros Os erros podem ocorrer em vários pontos durante a colheita de amostra, desempenho de teste e registro de resultados. Os erros pré-analíticos incluem identificação errada de pacientes, colheita de amostra em hora errada e descuidos no manuseio da amostra. Erros analíticos podem ser ao acaso (aleatório) ou sistemáticos. • Erros sistemáticos são definidos como uma variação que pode influenciar resultados por serem consistentemente mais altos ou mais baixos que o valor real. Esse tipo de erros é normalmente são reagentes deteriorados, erros mecânicos no instrumento, ou uma peculiaridade na metodologia do trabalhador, assim como uma maneira de pipetagem errada. • Erros ao acaso ou aleatório são erros cuja fonte não pode ser identificada. Fatores que contribuem para um erro aleatório incluem bolhas de ar nas mangueiras de reagentes ou amostra, diferenças de operação entre um trabalhador e outro, e certas características da amostra. Erros pós-analíticos também podem ocorrer, um resultado pode ser exato, mas pode ser transferido ao registro de outro paciente por entrar com uma identificação numérica do paciente errada no computador. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 47 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina 6.4. Calculando a média, variância e o desvio padrão O controle de qualidade envolve estatística, que é ciência de coletar e classificar dados de maneira a mostrar seu significado. Em estatística, uma coleção de resultados é chamado de população; uma amostra é um subgrupo de valores desta populaçãopara fazer os cálculos necessários para um programa de controle de qualidade, deve-se obter uma amostra ou conjunto de valores para colocar nas fórmulas estatísticas. Os cálculos comumente feitos são determinação da média, a variância e o desvio padrão. A média, a variância e o desvio padrão devem ser calculados para cada procedimento analítico. A média é o valor médio do conjunto de valores. O desvio padrão é a média da dispersão dos valores das amostras em torno da mésia e é derivado dp cálculo da variância. Desta forma, com somente a média de um conjunto de valores ter sido calculada, é possível determinar a variação aceitável dos resultados de um método de análise. A média é calculada pela soma de todos os valores de um conjunto e dividir esse valor pelo número de valores do conjunto. 7 CONTROLE DE QUALIDADE EM MICROBIOLOGIA Para o programa básico de controle de qualidade em microbiologia, deve-se incluir, além de uma lista de itens específicos, o senso comum, o bom julgamento e uma constante atenção aos detalhes. Para o controle de qualidade deve-se estabelecer o padrão mínimo e delinear as diversas etapas que devem ser seguidas para o controle diário e vigilância de todas as facetas do programa. As diretrizes para o controle de qualidade devem constar em um manual, no qual estejam detalhadas práticas tais como procedimentos para monitorar o funcionamento dos equipamentos, o controle da reatividade dos meios e reagentes, os prazos de validade, os resultados de todos os testes, etc. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 48 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina Devem ser elaborados formulários adequados para coletar dados, de modo que qualquer anormalidade possa ser facilmente detectada. O encarregado também deve revisar todos os registros de controle e verificar que sejam anotadas todas as incidências fora do controle e as respectivas ações corretivas tomadas. Os laboratórios devem também dispor de uma lista de inspeção para realizar avaliações pontuais dos controles de qualidade – um requerimento para credenciamento de laboratórios e/ou auditoria e fiscalização sanitária. 8 DESCARTE CORRETO DOS RESÍDUOS HOSPITALARES E BIOLÓGICOS 8.1. Manejo dos resíduos de acordo com a RDC 306 - ANVISA O manejo dos RSS é entendido como a ação de gerenciar os resíduos em seus aspectos intra e extra estabelecimento, desde a geração até a disposição final, incluindo as seguintes etapas: 8.2. Segregação Consiste na separação dos resíduos no momento e local de sua geração, de acordo com as características físicas, químicas, biológicas, o seu estado físico e os riscos envolvidos. 8.3. Acondicionamento Consiste no ato de embalar os resíduos segregados, em sacos ou recipientes que evitem vazamentos e resistam às ações de punctura e ruptura. • A capacidade dos recipientes de acondicionamento de ver compatível com a geração diária de cada tipo de resíduo. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 49 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina • Os resíduos sólidos devem ser acondicionados em saco constituído de material resistente à punctura, ruptura e vazamento, impermeável, baseado na NBR 9191/2000 da ABNT, respeitados os limites de peso de cada saco, sendo proibido o seu esvaziamento ou reaproveitamento. • Os sacos devem estar contidos em recipientes de material lavável, resistentes à punctura, ruptura e vazamento, com tampa provida de sistema de abertura sem contato manual, com cantos arredondados e ser resistente ao tombamento. • Os recipientes de acondicionamento existentes nas salas de cirurgia e nas salas de parto não necessitam de tampa de vedação. • Os resíduos líquidos devem ser acondicionados em recipientes constituídos de material compatível com o líquido armazenado, resistentes, rígidos e estanques, com tampa rosqueada e vedante. 8.4. Identificação Consiste no conjunto de medidas que permite o reconhecimento dos resíduos contidos nos sacos e recipientes, fornecendo informações ao correto manejo dos RSS. • A identificação deve estar aposta nos sacos de acondicionamento, nos recipientes de coleta interna e externa, nos recipientes de transporte interno e externo, e nos locais de armazenamento, em local de fácil visualização, de forma indelével, utilizando-se símbolos, cores e frases, podendo ser feita por meio de adesivos resistentes aos processos de manuseio. • O Grupo A é identificado pelo símbolo de substância infectante constante na NBR-7500 da ABNT, com rótulos de fundo branco, desenho e contornos pretos. • O Grupo B é identificado através do símbolo de risco associado, de acordo com a NBR-7500 da ABNT, e com discriminação de substância química e frases de risco. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 50 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina • O Grupo C é representado pelo símbolo internacional de presença de radiação ionizante (trifólio de cor magenta) em rótulos de fundo amarelo e contornos pretos, acrescido da expressão REJEITO RADIOATIVO. • O grupo E é identificado pelo símbolo de substância infectante constante na NBR-7500 da ABNT, com rótulos de fundo branco, desenho e contornos pretos, acrescidos da inscrição de RESÍDUO PERFUROCORTANTE. 8.5. Transporte Interno Consiste no translado dos resíduos dos pontos de geração até o local destinado ao armazenamento temporário ou armazenamento externo com a finalidade de apresentação para a coleta. • horários Deve ser realizado atendendo roteiro previamente definido e em não coincidentes com a distribuição de roupas, alimentos e medicamentos, períodos de visita ou de maior fluxo de pessoas ou de atividade. • Deve ser feito separadamente de acordo com o grupo de resíduos e em recipientes específicos a cada grupo de resíduos. • Os recipientes para transporte interno devem ser constituídos de material rígido, lavável, impermeável, provido de tampa articulada ao próprio corpo do equipamento, cantos e bordas arredondados, e serem identificados com o símbolo correspondente ao risco do resíduo neles contidos. , resistentes, rígidos e estanques, com tampa rosqueada e vedante. • Devem ser providos de rodas revestidas de material que reduza o • Os recipientes com mais de 400 L de capacidade devem possuir ruído. válvula de dreno no fundo. 8.6. Armazenamento Temporário Consiste na guarda temporária dos recipientes contendo os resíduos já acondicionados, em local próximo aos pontos de geração, visando agilizar a __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 51 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina coleta dentro do estabelecimento e otimizar o deslocamento entre os pontos geradores e o ponto destinado à apresentação para coleta externa. • Poderá ser dispensado nos casos em que a distância entre o ponto de geração e o armazenamento externo justifiquem. • A sala deve ter pisos e paredes lisas e laváveis; piso resististe ao tráfego dos recipientes coletores • Quando for exclusiva para o armazenamento de resíduos, deve ser identificada como “SALA DE RESÍDUOS” • Pode ser compartilhada com a SALA DE UTILIDADES, devendo neste caso dispor de área exclusiva de no mínimo 2m2 • No armazenamento temporário não é permitida a retirada de resíduos de dentro dos recipientes ali estacionados. • Os resíduos de fácil putrefação que venham a ser coletados por período superior a 24 hs de seu armazenamento, r conservar sob refrigeração. • O armazenamento dos resíduos químicos deve atender à NBR 12235 da ABNT 8.7. Tratamento Consiste na aplicação de método, técnica ou processo que modifique as características inerentes aos resíduos, reduzindo ou eliminando o risco de contaminação, de acidentes ocupacionais ou dano ao meio ambiente • O tratamento pode ser aplicado no próprio estabelecimento gerador ou em outro estabelecimento, observadas nestes casos, as condições de segurança para o transporte. • Os sistemas para tratamento de resíduos devem ser objeto de licenciamento ambiental e são passíveis de fiscalização pelos órgãos competentes. • O processo de autoclavação aplicado em laboratórios para redução de carga microbiana de culturas e estoques de microrganismos está dispensado de licenciamento ambiental, ficando sob responsabilidade dos serviços, a garantia __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 52 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina da eficácia dos equipamentos mediante controles químicos e biológicos periodicamente registrados. • Os sistemas de tratamento térmicos por incineração devem obedecer ao estabelecido na Resolução CONAMA N.º 316/2002. 8.8. Armazenamento Externo Consiste na guarda dos recipientes de resíduos ate a realização da etapa de coleta externa, em ambiente exclusivo, com acesso facilitado para veículos coletores. • O local deve ser dimensionado de acordo com o volume de resíduos • Os resíduos químicos do GRUPO B devem ser armazenados em gerados. local exclusivo com dimensionamento compatível com as características quantitativas e qualitativas dos resíduos gerados. • No armazenamento externo não é permitida a manutenção dos sacos de resíduos fora dos recipientes ali estacionados • O estabelecimento gerador de RSS cuja geração semanal de resíduos não exceda a 700 L e a diária não exceda 150 L, pode optar pela instalação de um abrigo reduzido exclusivo. • A localização deve ser tal que não abra diretamente para área de permanência de pessoas e, circulação de publico, dando-se preferência a locais de fácil acesso à coleta externa. 8.9. Coleta e Transportes Externos Consistem na remoção dos RSS do abrigo de resíduos (armazenamento externo) até a unidade de tratamento ou disposição final, utilizando-se técnicas que garantam a preservação das condições de acondicionamento e a integridade dos trabalhadores, da população e do meio __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 53 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina ambiente, devendo estar de acordo com as orientações dos órgão de limpeza urbana. A coleta e transporte externos dos resíduos devem ser realizados de acordo com as normas NBR 12.810 e NBR 14.652 da ABNT. 8.10. Disposição Final Consiste na disposição de resíduos no solo, previamente preparado para recebê-los, obedecendo a critérios de construção e operação, e com licenciamento ambiental de acordo com a Resolução CONAMA n.º 237/97 OBSERVAR A CLASSIFICAÇÃO DOS RESÍDUOS DE ACORDO COM A RDC N.º 306 DE 07/12/04 __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 54 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina RESUMO GERAL DAS VARIÁVEIS PRÉ-ANALÍTICAS O conhecimento das variáveis pré-analíticas é fundamental na interpretação dos resultados de exames laboratoriais. Observamos abaixo a descrição sumária de algumas variáveis. HORÁRIO DE COLETA – a concentração de analitos em função do horário da coleta sanguínea, devendo-se atentar para as orientações especificadas em cada exame. A meia-vida das drogas e o horário de sua administração devem ser considerados na determinação de níveis terapêuticos. Da mesma forma, na exposição a elementos tóxicos devemos considerar o tempo decorrido para sua absorção e eliminação. ATIVIDADE FÍSICA – imediatamente após o exercício extenuante ocorre elevações de lactato, amônia, creatinoquinase, aldose, ALT, AST, fósforo, fosfatase ácida, creatinina, ácido úrico, haptoglobina, transferrina, catecolaminas e contagem de leucócitos. Um decréscimo pode ser observado na dosagem de albumina, ferro e sódio. DIETA – quando o jejum específico para cada exame não é respeitado, pode haver inbterferência em muitos analitos, especialmente com a bilirrubina, proteínas totais, ácido úrico, uréia, potássio, triglicerídeos, fosfatase alcalina e fósforo. A cafeína pode promover glicólise. A curto prazo, duas a quatro horas após o consumo, o etanol provoca queda dos níveis de glicose e aumento do nível de lactato. O uso continuo de etanol eleva HDL, triglicerídeos, GGT, ALT,AST. TABAGISMO – eleva os níveis de hemoglobina, leucócitos e hemácias no sangue periférico, VCM, epinefrina, aldosterona, cortisol e CEA. Reduz os níveis de colesterol – HDL sérico e da atividade da Enzima Conversora da Angiostensina (ECA). __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 55 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina POSTURA – quando o sangue é retirado na posição ereta, ocorre aumento dos seguintes analitos: proteína total, albumina, cálcio, hemoglobina e hematócrito, renina, catecolaminas, fosfatase alcalina, colesterol, ALT e ferro. GARROTEAMENTO – o garrote deve ser usado por no máximo 1 minuto, mas mesmo dentro deste pequeno tempo, a composição do sangue pode se alterar de forma discreta. Após 3 minutos de garroteamento; proteínas totais, ferro e colesterol aumentam em torno de 5%, havendo queda de 6% nos níveis de potássio. O ato de abrir e fechar a mão na hora da coleta deve ser evitado por causa do aumento do potássio, fosfato, lactato, amônia e cálcio ionizado. USO DO TUBO COM ANTICOAGULANTE CORRETO – é fundamental para preservação da amostra e a correta determinação do analito, de acordo com o especificado em cada exame. Vários analitos tem concentrações no plasma e no soro diferentes. Quando vários tubos são usados durante uma única punção, tubos sem aditivos devem ser utilizados primeiro, para que se evite contaminação. Os anticoagulantes são diferenciados pela cor da tampa do tubo: ROLHAS ANTICOAGULANTE ROXA EDTA AMARELA Gel separador com ativador de coágulo VERMELHA Siliconizado sem anticoagulante VERDE Heparina sódica CINZA Fluoreto de sódio + EDTA AZUL Citrato de sódio HEMÓLISE – a hemólise leve tem pouco efeito sobre a maioria dos exames. Hemólise significativa causa aumento da atividade plasmática da ladose, TGO, fosfatase alcalina, desidrogenase láctica e nas dosagens de potássio, magnésio e fosfato. A hemólise diminui a concentração de insulina dentre outros. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 56 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina PRESERVAÇAO DA AMOSTRA BIOLÓGICA – a amostra deve ser preservada desde o momento da coleta até o momento em que será analisada. Plasma ou soro devem ser separados das células o mais rápido possível. Se o soro não pode ser analisado no momento, ele deve ser mantido refrigerado ou congelado. As amostras devem ser centrifugadas tampadas para se reduzir evaporação e aerolização. Nas amostras urinárias, deve-se dar especial atenção aquelas que necessitam de acidificação e/ou refrigeração, principalmente em amostras de 12 ou 24 horas. O tempo requerido para o transporte de amostras biológicas, a partir do momento da coleta ate a sua execução, pode variar de minutos ate dias, desde que estas estejam bem conservadas, devendo-se consultar cada exame. Higienização das mãos As mãos devem ser higienizadas após o contato com cada paciente, evitando assim contaminação cruzada. Esta higienização pode ser feita com água e sabão como o procedimento ilustrado abaixo, ou usando álcool gel. A fricção com álcool reduz em 1/3 o tempo despendido pelos profissionais de saúde para a higiene das mãos, aumentando a preferência por esta ação básica de controle. Quanto às desvantagens, é citado o odor que fica nas mãos e a inflamabilidade, que é observada apenas com as soluções de etanol acima de 70%. A higienização das mãos deve ser feita após o contato com cada paciente. A ilustração mostra o procedimento feito por meio da lavagem das mãos com água e sabão. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 57 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina Colocando as luvas As luvas devem ser calçadas com cuidado para que não rasguem, e devem ficar bem aderidas à pele para que o flebotomista não perca a sensibilidade na hora da punção. Antissepsia – sempre do centro para fora. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 58 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina COLETA SANGUINEA Condições Necessárias para a Coleta: - Sala bem iluminada e ventilada - Lavatório - Cadeira reta com braçadeira regulável ou maca - Garrote - Algodão hidrófilo - Álcool etílico a 70% - Agulha descartável - Seringa descartável - Sistema a vácuo: suporte, tubo e agulha descartável. - Tubos com e sem anticoagulante - Etiquetas para identificação de amostras - Recipiente rígido e próprio para desprezar material pérfurocortante - Avental e máscara - Luvas descartáveis - Estantes para os tubos VENOPUNÇÃO Coleta com seringa e agulha descartável: 1) Coloque a agulha na seringa; 2) Movimente o êmbulo e pressione-o para retirar o ar; 3) Oriente o paciente quanto ao procedimento; 4) Ajuste o garrote e escolha a veia; __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 59 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina 5) Faça a antissepsia do local da coleta com algodão umedecido em álcool 70%; 6) Faça a punção e após; 7) Solte o garrote assim que o sangue começar a fluir na seringa; 8) Colete o sangue de acordo com o número de exames solicitados (aproximadamente de 05 a 10 ml); 9) Separe a agulha da seringa com a ajuda do suporte de desconectar ou com uma pinça e descarte-a no recipiente adequado para material pérfurocortante; 10) Oriente o paciente a pressionar com algodão à parte puncionada, mantendo o braço estendido, sem dobrá-lo. 11) Transfira o sangue para um tubo de ensaio, com ou sem anticoagulante, de acordo com o exame solicitado. Escorra delicadamente o sangue pela parede do tubo. Este procedimento evita a hemólise da amostra. 12) Descarte a seringa no recipiente específico para perfurocortante, não ultrapassando 2/3 do limite da capacidade. GARROTEAMENTO: Passos para a coleta com sistema a vácuo e coleta múltipla: 1) Rosqueie a agulha no adaptador (canhão). Não remova a capa protetora de plástico da agulha; 2) Oriente o paciente quanto ao procedimento; 3) Ajuste o garrote e escolha a veia; __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 60 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina 4) Faça a antissepsia do local da coleta com algodão umedecido em álcool 70%; 5) Faça a punção e após introduza o tubo no suporte, pressionando-o até o limite; 6) Solte o garrote assim que o sangue começar a fluir no tubo; 7) Separe a agulha do suporte com a ajuda do frasco desconectador ou com uma pinça e descarte-a no recipiente adequado para material pérfurocortante; 8) Oriente o paciente a pressionar com algodão à parte puncionada, mantendo o braço estendido, sem dobrá-lo. Considerações sobre a coleta de sangue venoso com seringa e agulha: A coleta com seringa e agulha é ainda muito usada, seja por sua disponibilidade, uma vez que seringas e agulhas hipodérmicas são materiais essenciais para o funcionamento de uma instituição de saúde, seja pelo menor custo do produto. Porém, poderá trazer impacto em maior escala na qualidade da amostra obtida, bem como nos riscos de acidente com materiais perfurocortantes. Em função deste sistema de coleta ser aberto, e por existir a etapa de transferência do sangue para os tubos acima ou abaixo da capacidade dos mesmos, que altera a proporção correta de sangue/aditivo, a qualidade da amostra pode ser comprometida pela ocorrência de hemólise, formação de microcoágulos e fibrina, que provocam resultados incompatíveis com o real estado do paciente. Além disso causa um aumento de custo em todo o processo, pois uma amostra comprometida leva o laboratório ao reprocessamento de amostras, causando situações incômodas, como descritos a seguir: • Novas coletas, ocasionando transtornos na reconvocação ao paciente e para os profissionais do laboratório. • Gasto de tempo desnecessário para o flebotomista e laboratório. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 61 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina • Possibilidade de problemas nos equipamentos dos setores técnicos, (entupimento da probe). • Utilização desnecessária de materiais de coleta e reagentes, envolvendo custos para o setor. • Custos desnecessários para os setores administrativos e técnicos do laboratório. No caso do uso desta técnica, o laboratório deve se certificar da utilização de meios que preservem a qualidade final da amostra a ser analisada, bem como de procedimentos que evitem riscos biológicos. O que significa manter a proporção sangue/anticoagulante? Para que o sangue fique totalmente anticoagulado dentro do tubo é necessário que se mantenha a proporção correta de anticoagulante correspondente ao volume de sangue colhido do paciente, assim evita-se a formação de microcoágulos e resultados inexatos. Considerações Importantes sobre Hemólise Hemólise tem sido definida como a liberação dos constituintes intracelulares para o plasma ou soro, quando ocorre a ruptura das células do sangue; estes componentes podem interferir nos resultados das dosagens de alguns analitos. Ela é geralmente reconhecida pela aparência avermelhada do soro ou plasma, após a centrifugação ou sedimentação, causada pela hemoglobina liberada quando da ruptura dos eritrócitos. Desse modo, a interferência pode ocorrer mesmo em baixas concentrações de hemoglobina liberada (invisíveis a olho nu). Diferentes graus de hemólise No entanto, a hemólise nem sempre se refere à ruptura de hemácias; fatores interferentes podem também ser originados da lise de plaquetas e granulócitos, __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 62 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina que pode ocorrer, por exemplo, quando o sangue é armazenado em baixa temperatura, mas não em temperatura de congelamento. Boas práticas pré-coleta para prevenção da hemólise • Antes de iniciar a punção, deixar o álcool usado na antissepsia secar. • Evitar usar agulhas de menor calibre; usar este tipo de material somente quando a veia do paciente for fina, ou em casos especiais. • Evitar colher sangue de área com hematoma ou equimose. • Em coletas a vácuo, puncionar a veia do paciente com o bisel voltado para cima. Perfurar a veia com a agulha em um ângulo oblíquo de inserção de 30 graus ou menos. Este procedimento visa prevenir o choque direto do sangue na parede do tubo, que pode hemolisar a amostra, e também evita o refluxo do sangue do tubo para a veia do paciente. • Tubos com volume insuficiente ou com excesso de sangue, alteram a proporção correta de sangue/aditivo, podendo levar a hemólise e resultados incorretos. • Recomenda-se, em coletas de sangue a vácuo, aguardar o sangue parar de fluir para dentro do tubo, antes de trocá-lo por outro, assegurando a devida proporção sangue/anticoagulante. Observar que, tubos com menor volume de aspiração (pediátricos), têm menor quantidade de vácuo, portanto o sangue flui lentamente para dentro deste tubo. • Em coletas com seringa e agulha, verificar se a agulha está bem adaptada à seringa para evitar a formação de espuma. • Não puxar o êmbolo da seringa com muita força. • Ainda em coletas com seringa, descartar a agulha, passar o sangue deslizando cuidadosamente pela parede do tubo, cuidando para que não haja contaminação do bico da seringa com o anticoagulante ou ativador de coágulo contido no tubo. • Não executar o procedimento de espetar a agulha no tubo, para transferência do sangue da seringa para o tubo, porque pode ocorrer a criação de uma pressão positiva, o que provoca, além da hemólise, o deslocamento da rolha do tubo, levando à quebra da probe de equipamentos na área analítica. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 63 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina Boas práticas pós-coleta para prevenção da hemólise • Homogeneizar a amostra suavemente por inversão de 5 a 10 vezes (veja ilustração abaixo), não chacoalhar o tubo. Uma inversão é contada após virar o tubo para baixo e retorná-lo à posição inicial, conforme exemplificado nesta imagem. • Não deixar o sangue em contato direto com gelo, quando o analito a ser dosado necessitar desta conservação. • Embalar e transportar o material de acordo com a Vigilância Sanitária local, instruções de uso do fabricante de tubos e do fabricante do teste diagnóstico a ser analisado. • Usar, de preferência, um tubo primário e evitar a transferência de um tubo para outro. • O material coletado não deve ficar exposto a temperaturas muito elevadas ou mesmo exposição direta à luz, para evitar hemólise e/ou degradação. • Não deixar o sangue armazenado por muito tempo refrigerado, antes de fazer os exames. Verificar as recomendações do fabricante dos insumos para a realização do teste. • Não centrifugar a amostra de sangue em tubo, para obtenção de soro, antes do término da retração do coágulo, pois a formação do coágulo ainda não está completa, podendo levar à ruptura celular. • Quando utilizar um tubo primário (com gel separador), a separação do soro deve ser efetuada dentro de, no mínimo, 30 minutos e, no máximo, 2 horas após a coleta, evitando–se, assim, resultados incorretos. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 64 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina • Não usar o freio da centrífuga com o intuito de interromper subitamente a centrifugação dos tubos, esta brusca interrupção pode provocar hemólise. Recomendações para os Tempos de retração do coágulo TIPOS (Tubos para obtenção de soro) TEMPO DE COAGULAÇÃO (minutos) Sem ativador de coágulo (tampa vermelha*) 60 Com ativador de coágulo (tampa vermelha*) 30 Com gel separador e ativador de coágulo (tampa amarela) 30 Os tempos recomendados baseiam-se em processos normais de coagulação. Pacientes portadores de coagulopatias ou submetidos à terapia com anticoagulantes requerem um tempo maior para esta etapa da fase pré-analítica. • Tubos coletados com volume de sangue inferior ao preconizado alteram a relação sangue/ ativador de coágulo, resultando na formação de fibrina. • O intervalo necessário para a retração do coágulo deve ser respeitado antes da centrifugação, para evitar a potencial formação de fibrina. Tubo contendo fibrina Centrifugação dos Tubos de Coleta Recomenda-se que as centrífugas do laboratório sejam submetidas periodicamente à manutenção preventiva, com calibração e verificação das condições metrológicas para garantir seu correto funcionamento. Para tubos de 65 __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina coleta a vácuo, recomenda-se o uso de centrífugas balanceadas de ângulo móvel (tipo swing-bucket). Utilizar sempre caçambas ou cubetas apropriadas. As caçambas e cubetas da centrífuga devem ser do tamanho específico para os tubos usados. Cubetas muito grandes ou muito pequenas podem causar a quebra ou o deslocamento dos tubos, levando à má separação da amostra. Certificar-se de que os tubos estejam corretamente encaixados na caçamba da centrífuga. Um encaixe incompleto pode fazer com que a tampa de proteção do tubo se desprenda, ou que a parte superior do tubo fique fora da caçamba. Tubos de vidro ou plástico acima da caçamba podem chocar-se com a cabeça da centrífuga e quebrar-se. Balancear os tubos para minimizar o risco de quebra. Os tubos devem ser agrupados de acordo com o tipo, por exemplo: tubos com o mesmo volume de aspiração, tubos de tamanhos iguais, tubos de vidro com tubos de vidro, tubos com o mesmo tipo de tampa ou rolha de proteção, tubos com gel com outros do mesmo tipo, e tubos de plástico com tubos de plástico. Tempo e rotação para Centrifugação** das amostras TUBO RCF TEMPO 1000-1300 10 Tubos de plástico com gel separador e ativador de coágulo 1300-2000 2000-3000 10 4a5 Tubos com gel separador e anticoagulante 1000-1300 10 < 1300 10 1500 15 Tubos de vidro com gel separador e ativador de coágulo Todos os tubos sem gel Tubos de citrato ** * Valores referentes aos tubos BD Vacutainer® RCF = Força Centrífuga Relativa , g = gravidade ** Tubos de citrato devem ser centrifugados a uma velocidade e tempo para consistentemente produzir o plasma pobre em plaquetas (contagem de plaquetas < 10.000/mL) __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 66 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina A relação velocidade/tempo pode variar de um fornecedor para outro; por exemplo, alguns tubos com gel separador podem ser centrifugados em tempos reduzidos, aproximadamente 4 a 5 minutos, aumentando a produtividade e otimizando a rotina laboratorial. O laboratório deve consultar seu fornecedor sobre as recomendações de centrifugação. Os tubos não devem ser re-centrifugados após a formação da barreira. As barreiras têm maior estabilidade quando os tubos são centrifugados em centrífugas horizontais (caçamba de ângulo móvel) não refrigeradas, do que em centrífugas de ângulo fixo. Recomenda-se aguardar sempre até que a centrífuga pare completamente, antes de tentar retirar os tubos. Não usar o freio da centrífuga com o intuito de interromper a centrifugação dos tubos; esta brusca interrupção, além de hemólise (veja item Boas Práticas Pós Coleta), pode deslocar o gel separador. O plasma e o soro dos tubos sem gel devem ser removidos da camada celular em até 2 horas após a coleta da amostra. O soro ou plasma separado está pronto para ser usado. Os tubos podem ser colocados diretamente na bandeja (rack) do equipamento, ou o soro/plasma pode ser pipetado para uma cubeta do equipamento. Alguns equipamentos pipetam a amostra diretamente do tubo primário. Observar as instruções do fabricante do equipamento. Recomenda-se que cada serviço estabeleça sua política de armazenamento de materiais biológicos. Alguns parâmetros necessitam ser transportados e centrifugados sob refrigeração para a manutenção da estabilidade, tais como: amônia, catecolaminas, paratormônio, ácido láctico. Outros necessitam de proteção contra a ação da luz (bilirrubina, beta-caroteno, vitamina B12, ácido fólico). Observe na figura da página seguinte, diferentes graus de icterícia. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 67 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina Atenção: Tubos com gel separador não podem ser centrifugados em baixas temperaturas, uma vez que as propriedades de fluxo do gel relacionam-se com a temperatura. A formação da barreira de gel pode ser comprometida caso o tubo seja resfriado antes ou durante a centrifugação. Para otimizar o fluxo e evitar aquecimento, ajustar as centrífugas refrigeradas a 25o C ( 77o F). Recomendações dos Tubos a Vácuo na coleta de Sangue Venoso Existe uma possibilidade pequena de contaminação com aditivos de um tubo para outro, durante a troca de tubos, no momento da coleta de sangue. Por isso, foi estabelecida pela NCCLS uma ordem de coleta. Esta contaminação pode ocorrer numa coleta de sangue venoso quando: • Na coleta de sangue a vácuo, o sangue do paciente entra no tubo e se mistura ao ativador de coágulo ou anticoagulante, podendo contaminar a agulha distal, (recoberta pela manga de borracha da agulha de coleta múltipla de sangue a vácuo), quando a mesma penetra a rolha do tubo. Exemplo de contaminação: __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 68 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina Na coleta com seringa e agulha, pelo contato da ponta da seringa com o anticoagulante ou ativador de coágulo na parede do tubo, quando da dispensação do sangue dentro do tubo. Observe a ilustração abaixo. PROCEDIMENTOS DA COLETA A VÁCUO 1. Verificar se a cabine da coleta está limpa e guarnecida para iniciar as coletas. 2. Solicitar ao paciente que diga seu nome completo para confirmação do pedido médico e etiquetas. 3. Conferir e ordenar todo material a ser usado no paciente, de acordo com o pedido médico (tubos, gaze, torniquete, etc). Esta identificação dos tubos deve ser feita na frente do paciente. 4. Informa-lo sobre o procedimento. 5. Abrir o lacre da agulha de coleta múltipla de sangue a vácuo em frente ao paciente. Rosquear a agulha no adaptador do sistema a vácuo, conforme ilustração. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 69 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina 6. Higienizar as mãos. 7. Calçar as luvas. 8. Inclinar o braço do paciente. 9. Se o torniquete for usado para seleção preliminar da veia, pedir para que o paciente abra e feche a mão, afrouxá-lo e esperar 2 minutos para usá-lo novamente. 10. Fazer antissepsia. 11. Realizar o garroteamento. 12) Retirar a proteção que recobre a agulha de coleta múltipla de sangue a vácuo. 13) Fazer a punção numa angulação oblíqua de 30o, com o bisel da agulha voltado para cima. Se necessário, para melhor visualizar a veia, esticar a pele com a outra mão (longe do local onde foi feita a antissepsia). 14) Inserir o primeiro tubo a vácuo. 15) Quando o sangue começar a fluir para dentro do tubo, desgarrotear o braço do paciente e pedir para que abra a mão REALIZAR AS TROCAS DE TUBOS CONFORME ORIENTAÇÕES. 16) Homogeneizar imediatamente após a retirada de cada tubo, invertendo-o suavemente de 5 a 10 vezes. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 70 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina 17) Após a retirada do último tubo, remover a agulha e fazer a compressão no local da punção, com algodão ou gaze secos. 18)Exercer pressão no local, em geral de 1 a 2 minutos, evitando assim a formação de hematomas e sangramentos. Se o paciente estiver em condições de fazê-lo, orientá-lo adequadamente para que faça a pressão até que o orifício da punção pare de sangrar. 19)Descartar a agulha imediatamente após sua remoção do braço do paciente, em recipiente para materiais perfurocortantes 20) Fazer curativo oclusivo no local da punção. RECOMENDAÇÕES PARA USO DE AGULHA COM DISPOSITIVO DE SEGURANÇA 1 - Abra a agulha e retire a proteção transparente. 4 - Observe que o bisel ficou voltado para cima Puncione a veia do paciente. 2 - Rosqueie a agulha no adaptador. 5 - Após a coleta, acione imediatamente o dispositivo de segurança. 3 - Levante o dispositivo de segurança e retire a proteção da agulha. 6 - Descarte o conjunto em um descartador para perfurocortantes. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 71 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina PROCEDIMENTOS PARA COLETA DE SANGUE COM AGULHA E SERINGA 1) Cabine de coleta limpa e guarnecida para iniciar as coletas. Solicitar dados do paciente e conferir guias. Conferir e ordenar todo material necessário para a coleta do paciente, conforme solicitação médica. Informar o paciente sobre o procedimento. 2) Higienizar as mãos. Calçar as luvas. Abrir material na frente do paciente. 3)Posicionar o braço do paciente, inclinado-o para baixo na altura do ombro. Se o torniquete for usado para seleção preliminar da veia, pedir para que o paciente abra e feche a mão, afrouxá-lo e esperar 2 minutos para usá-lo novamente. Fazer a antissepsia. Garrotear o braço do paciente. 4) Retirar a proteção da agulha hipodérmica. 5) Fazer a punção numa angulação oblíqua de 30o, com o bisel da agulha voltado para cima, se necessário, para melhor visualizar a veia, esticar a pele com a outra mão (longe do local onde foi feita a antissepsia). __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 72 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina 6) Desgarrotear o braço do paciente assim que o sangue começar a fluir dentro da seringa. Aspirar devagar o volume necessário de acordo com a quantidade de sangue requerida na etiqueta dos tubos a serem utilizados (respeitar ao máximo a exigência da proporção sangue/aditivo). Aspirar o sangue evitando bolhas e espuma, e com agilidade, pois o processo de coagulação do organismo do paciente já foi ativado no momento da punção. 7) Retirar agulha da veia do paciente. 8) Exercer pressão no local, em geral de 1 a 2 minutos, evitando assim a formação de hematomas e sangramentos. Se o paciente estiver em condições de fazê-lo, oriente-o para que faça a pressão até que o orifício da punção pare de sangrar. 9) Tenha cuidado com a agulha para evitar acidentes perfurocortantes. Descartar a agulha imediatamente após sua remoção do braço do paciente, em recipiente adequado, sem a utilização das mãos (de acordo com a normatização nacional – não desconectar a agulha - não reencapar. 10) Abrir a tampa do 1° tubo, deixar que o sangue escorra pela sua parede devagar para evitar hemólise. Fechar o tubo e homogeneizar, invertendo-o suavemente de 5 a 10 vezes de acordo com o tubo utilizado. 11) Abrir a tampa do 2º tubo, e assim sucessivamente até o último tubo, de acordo com o pedido médico do paciente. Não esquecer de fazer o processo tubo a tubo, para evitar a troca de tampa dos tubos (causando erro de diagnóstico). __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 73 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina 12) Ao final, descartar descartador apropriado contaminantes a seringa em para materiais 13) Fazer curativo oclusivo no local da punção. Orientar o paciente para que não dobre o braço, não carregue peso ou bolsa a tiracolo no mesmo lado da punção por, no mínimo, 1 hora e não mantenha manga dobrada, que pode funcionar como torniquete. Verificar se há alguma pendência, dando orientações adicionais ao paciente, se for necessário. Certificar-se das condições gerais do paciente perguntando se está em condições de se locomover sozinho, entregar o comprovante para retirada do resultado, e liberá-lo. Cuidados para uma punção bem sucedida: • O ângulo oblíquo de 30° da agulha em relação ao braço do paciente foi respeitado, agulha penetrou centralmente na veia e o bisel da agulha foi inserido voltado para cima. • Deve-se tomar cuidado quando o sangue não for obtido logo na primeira punção, para evitar complicações. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 74 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina Interrupção do fluxo sanguíneo: O bisel está encostado na parede superior da veia. • O ideal é inclinar um pouco para cima e avançar um pouco com a agulha, permitindo a passagem do fluxo sangüíneo para dentro da agulha. Neste caso a parte posterior da agulha está encostada na parede da veia. • Deve-se então retroceder um pouco com a agulha e girar sutilmente o adaptador ou seringa para permitir a retomada do fluxo sangüíneo. Outros casos curiosos: Quando agulha transfixou a veia: este caso deve-se retroceder um pouco a agulha, observando a retomada do fluxo. Processo de estenose venosa. Retirar ou afrouxar o torniquete para permitir o restabelecimento da circulação. • Retroceder um pouco a agulha para permitir que o fluxo sangüíneo desobstrua. • Utilizar a marca guia do adaptador de coleta de sangue a vácuo. Ela serve como orientação, quando no meio de uma punção sem fluxo, como demonstrado acima, e o tubo já inserido no sistema de coleta a vácuo, o flebotomista necessite desobstruir a veia colabada, retrocedendo um pouco o tubo. O tubo perderá o vácuo, caso este retrocesso seja após a marca guia. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 75 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina Coleta de sangue via cateter de infusão A coleta de sangue em cateteres de infusão não é recomendada. Na situações em que este tipo de coleta for imprescindível, há necessidade de cuidados especiais e o procedimento deve ser realizado por profissional experiente e habilitado. Além disto, a composição da amostra pode ser profundamente afetada pelos fluidos infundidos e, portanto, podem ser obtidos resultados incorretos dos exames laboratoriais realizados. Passo a passo para coleta de sangue por cateter de infusão: Ao iniciar o procedimento de coleta de cateter com infusão intravenoso: 1 Deve-se tomar todo cuidado para assegurar que o fluxo de infusão foi completamente descontinuado. 2 Fazer antissepsia rigorosa (fig.1). 3 Enxaguar a cânula com solução salina isotônica com volume proporcional ao tamanho do cateter (fig. 2). Os primeiros 5,0 mL de sangue devem ser descartados antes que a amostra de sangue seja coletada (fig. 3) 4 Este procedimento deve ser feito somente por pessoal capacitado e, de preferência, em ambiente hospitalar com prévio consentimento do médico assistente. 5 Conectar o adaptador de coleta a vácuo ou a seringa ao cateter e proceder a coleta (fig. 4). 6 Coletar o sangue (fig. 5, 6). 7 Retirar o adaptador ou a seringa (fig. 7). 8 Fazer a antissepsia rigorosa do cateter onde foi conectado o adaptador ou seringa (fig. 8). __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 76 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina 9 Procedimentos para reinício de infusão no paciente devem ser realizados por profissional habilitado (fig. 9). 10 Deve ser documentado qual braço, e onde foi feita a coleta, proximal ou distal do local de infusão. 1 2 3 4 5 6 7 8 9 Coleta de Sangue em Pediatria e Geriatria Como o acesso venoso em pacientes pediátricos e geriátricos pode ser difícil, pois os mesmos possuem veias menos calibrosas, o êxito de uma coleta nestes pacientes requer agulhas de menor calibre, escalpes e tubos de menor volume. Escalpe para coleta de sangue a vácuo com dispositivo de segurança. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 77 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina GASOMETRIA A coleta de sangue arterial ou venoso para análise dos gases sangüíneos requer cuidados na escolha do material adequado a ser utilizado na coleta, na conservação da amostra e transporte imediato ao laboratório. A melhor opção está na utilização de seringa previamente preparada com heparina de lítio jateada na parede, com “balanceamento” de cálcio. Este tipo de material é facilmente obtido no mercado e apresenta uma relação custo/eficiência satisfatória. O uso de seringa, de preparação “caseira”, utilizando heparina de sódio líquida também é aceitável, porém aumenta a possibilidade de interferência na dosagem de cálcio iônico, pois existe a possibilidade da heparina ligar-se quimicamente ao cálcio, resultando em valores falsamente mais baixos do que o real. A introdução do cálcio em concentração “balanceada”, nas seringas destinadas especificamente para coleta de gasometria e eletrólitos, tem por finalidade minimizar os efeitos da queda deste íon na amostra. A heparina líquida, em excesso, pode ainda causar diluição da amostra, resultando valores incompatíveis com a situação clínica do paciente. As seringas específicas para a análise de gases sangüíneos, além de eliminarem o risco de diluição da amostra, asseguram a proporção exata entre volume de sangue e anticoagulante, evitando assim a formação de micro-coágulos que podem produzir resultados errôneos, bem como obstruir os equipamentos analisadores de gases sangüíneos. A análise dos gases no sangue arterial é fundamental no tratamento de pacientes críticos, sendo em geral necessária quando a amostra venosa não permite a medição adequada dos parâmetros desejados pelo médico. Os locais usuais para a realização da punção arterial são as artérias radial, braquial ou femural. Em situações especiais, como por exemplo nos recém-natos, pode-se optar pelas artérias do couro cabeludo ou as artérias umbilicais durante as primeiras 24 a 48 horas de vida. Após a obtenção da amostra arterial ou venosa despreza-se a agulha, esgota-se o ar residual, veda-se a ponta da seringa com o dispositivo oclusor, e homogeneiza-se suavemente, rolando-a entre as mãos. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 78 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina O material necessita ser encaminhado de imediato ao laboratório, idealmente não excedendo o prazo de 15 minutos. O resfriamento do material em gelo auxilia sobremaneira na diminuição da atividade metabólica dos leucócitos, porém não assegura uma inibição completa. Deve-se evitar o contato direto da seringa com o gelo, isolando-a com papel, compressa ou similar, visando prevenir o congelamento da amostra, fato que inviabilizaria sua análise. Seringa de gasometria vedada e pronta para ser enviada ao laboratório. RESUMO GERAL DE PUNÇÃO O local de preferência para as venopunções é a fossa antecubital, na área anterior do braço em frente e abaixo do cotovelo, onde está localizado um grande número de veias, relativamente próximas à superfície da pele. As veias desta localização variam de pessoa para pessoa, entretanto, há dois tipos comuns de regimes de distribuição venosa: um com formato de H e outro se assemelhando a um M. O padrão H foi assim denominado devido às veias que o compõem (cefálica, cubital mediana e basílica) distribuírem-se como se fosse um H, ele representa cerca de 70% dos casos. No padrão M, a distribuição das veias mais proeminentes (cefálica, cefálica mediana, basílica mediana e basílica) assemelhase à letra M. Embora qualquer veia do membro superior que apresente condições para coleta possa ser puncionada, as veias cubital mediana e cefálica são as mais frequentemente utilizadas. Dentre elas, a veia cefálica é a mais propensa à formação de hematomas e pode ser dolorosa ao ser puncionada. Reveja as Figuras 1 e 2, na página 50, deste manual, elas mostram a localização das veias __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 79 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina do membro superior e do dorso da mão, respectivamente. Quando as veias desta região não estão disponíveis ou são inacessíveis, a veias do dorso da mão também podem ser utilizadas para a venopunção. Veias na parte inferior do punho não devem ser utilizadas porque, assim como elas, os nervos e tendões estão próximos à superfície da pele nessa área. Locais alternativos, tais como tornozelos ou extremidades inferiores, não devem ser utilizados sem a permissão do médico, devido ao potencial significativo de complicações médicas, por exemplo: flebites, tromboses ou necrose tissular. Atenção: punções arteriais não devem ser consideradas como uma alternativa à venopunção pela dificuldade de coleta. Isso deve ser considerado apenas mediante autorização do médico-assistente. Já no dorso da mão, o arco venoso dorsal é o mais recomendado por ser mais calibroso, porém a veia dorsal do metacarpo também poderá ser puncionada. Áreas a serem evitadas para a venopunção • Preferencialmente amostras de sangue não devem ser coletadas nos membros onde estiverem instaladas terapias intravenosas. • Evitar locais que contenham extensas áreas cicatriciais de queimadura. • Um médico deve ser consultado antes da coleta de sangue ao lado da região onde ocorreu a mastectomia, em função das potenciais complicações decorrentes da linfostase. • Áreas com hematomas podem gerar resultados errados de exames, qualquer que seja o tamanho do hematoma. Se outra veia, em outro local, não estiver disponível, a amostra deve ser colhida distalmente ao hematoma. • Fístulas arteriovenosas, enxertos vasculares ou cânulas vasculares não devem ser manipulados por pessoal não autorizado pela equipe médica, para a coleta de sangue. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 80 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina • Evite puncionar veias trombosadas. Essas veias são pouco elásticas, assemelham- se a um cordão e têm paredes endurecidas. Técnicas para evidenciação da veia • Observação de veias calibrosas. • Movimentação: pedir para o paciente abaixar o braço e fazer movimentos de abrir e fechar a mão. Os movimentos de abertura das mãos reduzem a pressão venosa, com o relaxamento muscular. • Massagens: massagear suavemente o braço do paciente (do punho para o cotovelo). • Palpação: realizada com o dedo indicador do flebotomista. Não utilizar o dedo polegar devido à baixa sensibilidade da percepção da pulsação. Esse procedimento auxilia na distinção entre veias e artérias pela presença de pulsação, devido à maior elasticidade e à maior espessura das paredes dos vasos arteriais. • Fixação das veias com os dedos, nos casos de flacidez. • Transiluminação: procedimento pelo qual o flebotomista utiliza uma ou duas fontes primárias de luz (a primeira, de alta intensidade; a segunda usa LED). O equipamento transiluminador cutâneo é de grande auxílio à localização de veias, por meio de feixes de luz emitidos no interior do tecido subcutâneo do paciente. O usuário deve fixar o garrote da maneira usual, deslizando o transiluminador pela pele, sempre aderindo a superfície para não haver dispersão de luz. As veias serão vistas como linhas escuras. Uma vez definido qual o melhor local para punção, o transiluminador é fixado na região escolhida, cuidando-se para que não atrapalhe o fluxo sanguíneo. Há introdução da agulha, completando o procedimento como de costume. O transiluminador é particularmente útil em: neonatos, pacientes pediátricos, pacientes idosos, pacientes obesos, pacientes com hipotensão, cuja localização das veias é difícil. O torniquete é empregado para aumentar a pressão intravascular, o que facilita a palpação da veia e o preenchimento dos tubos de coleta ou da seringa. No ato da __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 81 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina venopunção devem estar disponíveis torniquetes ou produtos utilizados como tal. Eles incluem: • Torniquete de uso único, descartável, preferencialmente livre de látex. • Manguito inflado do esfigmomanômetro a até 40 mmHg para adultos. Deve-se evitar o uso de torniquetes de tecidos emborrachados, com fechamento em grampo plástico, fivela ou com tipos similares de fixação. Caso o torniquete tenha látex em sua composição, deve-se perguntar ao paciente se ele tem alergia a esse componente. Caso o paciente seja alérgico a látex, não efetuar o garroteamento com esse material. Os torniquetes devem ser descartados imediatamente quando forem contaminados com sangue ou fluidos corporais. É possível que, sem a aplicação do torniquete, o flebotomista não seja capaz de priorizar a veia antecubital com a segurança requerida. Posicionamento do torniquete. Dificuldade para a coleta da amostra de sangue ? Quando houver dificuldade para a obtenção da amostra de sangue, procedimentos suplementares podem ser necessários: • trocar a posição da agulha: se a agulha penetrou profundamente na veia, tracione-a um pouco para trás; se não penetrou o suficiente, avance-a até atingir a veia; • se, durante o ato da coleta, houver suspeita de colabamento da veia puncionada, recomenda-se virar lenta e cuidadosamente a agulha para que o bisel fique desobstruído, permitindo a recomposição da luz da veia e a liberação __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 82 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina do fluxo sanguíneo. Realocação lateral da agulha nunca deve ser tentada para se alcançar a veia basílica, devido à sua proximidade com a artéria braquial; • tentar coletar o material com outro tubo, se o utilizado inicialmente falhar por qualquer defeito (por exemplo, por falta de vácuo); • não são recomendados os movimentos de busca aleatória da veia; este tipo de movimento pode ser doloroso e pode produzir perfurações arteriais, resultando em: hematoma, compressão do nervo ou lesão direta do nervo; • não é recomendável que o mesmo flebotomista tente mais de duas vezes uma venopunção. Se possível outra pessoa deve ser acionada para completar a coleta no paciente ou o médico deve ser notificado. COLETA DE HEMOCULTURA A maioria das amostras obtidas para hemocultura é coletada por punção venosa e, para minimizar o risco de contaminação com a microbiota da pele, é necessário realizar antissepsia do local de punção. Vários antissépticos têm sido usados clinicamente há muitos anos, incluindo álcool 70%, tintura de iodo, povidine e clorexidina. Porém, estudos mostram que tintura de iodo e clorexidina possuem atividade antisséptica superior aos demais. Em geral, preparações contendo tintura de iodo ou clorexidina requerem um tempo para agir, usualmente 30 segundos. Já a clorexidina possui a vantagem de não estar associada a reações alérgicas e não requerer remoção da pele após a punção venosa, sendo recomendada como antisséptico para crianças (desde que com mais de 2 meses de idade) e adultos. As amostras de sangue para hemocultura devem ser coletadas seguindo-se as precauções do padrão de biossegurança; o sangue deve ser coletado por punção venosa (Aronson et al., 1987; Weinstein et al., 1996; Reller et al., 1982); já a coleta de sangue arterial não é recomendada (Reller et al., 1982). Hemoculturas obtidas por catéteres intravasculares são associadas com taxas de contaminação mais elevadas do que as amostras __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 83 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina obtidas por punção venosa. Em algumas situações, existe a necessidade de coleta de hemocultura pelo cateter e, nesses casos, deve ser feita coleta pareada (cateter e punção venosa). Se as hemoculturas para bactérias ou fungos forem coletadas por cateter intravenoso, não é necessário descartar o volume inicial de sangue ou lavar com salina para eliminar resíduos de heparina ou outros anticoagulantes, pois a atividade antimicrobiana da heparina é eliminada de forma efetiva em meios de cultura ricos em proteína (CLSI, 2007). A coleta fechada de hemocultura, utilizando-se escalpe e adaptador para coleta de sangue a vácuo, torna esse procedimento mais seguro, diminuindo os riscos de acidente com perfurocortantes. Protocolo para coleta fechada de hemocultura Precauções universais devem ser seguidas no manuseio de todos os itens contaminados com sangue ou outros fluidos corpóreos. Antes da coleta da hemocultura • Inspecionar todas as garrafas e descartar aquelas que apresentarem evidência de contaminação, danos ou deterioração. Preparar o sítio de punção • Realizar a antisepsia adequada (álcool 70% seguido de PVPI, clorexidina ou outra etapa com álcool 70% em pacientes alérgicos), com movimentos circulares, do centro para a periferia. • Esperar secar naturalmente. • Não tocar a área. • Não apalpar. • Não esfregar. • Não assoprar. Preparar as garrafas • Remover as tampas das garrafas. • Limpar as tampas de borracha das garrafas com álcool 70% e permitir a secagem natural (Figura 1). __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 84 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina • Marcar na etiqueta o nível de preenchimento de sangue (Figura 2). Figura 1 Figura 2 Coletar o sangue • Preparar o kit de coleta de sangue (Figura 3). • Abrir a embalagem e remover o escalpe. • Rosquear o escalpe no adaptador. • Assegurar-se de que todos os ajustes estão seguros. • Remover o plástico que cobre a agulha. • Realizar a punção segurando as abas do escalpe (Figura 4). • Selecionar a garrafa aeróbia em primeiro lugar. • Manter a garrafa na posição vertical. • Ajustar e pressionar o adaptador sobre a tampa de borracha da garrafa para perfurá-la (Figura 5). • Coletar o volume necessário de sangue. • Monitorar o volume e o fluxo de sangue. • Remover o adaptador da garrafa. • Imediatamente ajustar e pressionar o adaptador na segunda garrafa. • Coletar o volume de sangue desejado na segunda garrafa. • Remover o adaptador da garrafa. • Assim que o último frasco ou tubo for preenchido, retirar a agulha do braço do paciente. • Cobrir o sítio da punção com gaze e pressionar levemente. • Ativar o dispositivo de segurança do escalpe (Figura 6). __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 85 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina Identificação dos frascos • Identificar todas as garrafas com as informações do paciente (Figura 7). • Não escrever ou colar etiquetas sobre o código de barras que é utilizado como instrumento para reconhecer a garrafa. • Não colar etiquetas na garrafa. Descarte • Descartar o kit de coleta com segurança, de acordo com regulamentações locais. • Culturas adicionais podem ser colhidas do mesmo modo. • Locais de punção diferentes devem ser utilizados para cada hemocultura coletada. COLETA DE MATERIAL PARA EXAMES MICROBIOLÓGICOS 1- Introdução A coleta, a conservação e o transporte de material ou amostra clínica constituem a base do trabalho microbiológico, que culmina com a identificação do agente infeccioso e o perfil de sensibilidade aos antimicrobianos. A padronização desses procedimentos reflete na melhor utilização dos recursos da microbiologia, com maior qualidade dos resultados e economia de recursos. 2- Princípios Gerais Pedido de exame O processo microbiológico é feito de etapas interpretativas. As decisões em cada uma das etapas podem interferir no resultado final, daí a necessidade de uma __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 86 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina interação entre as equipe da assistência e do laboratório de microbiologia. A primeira comunicação é feita por meio do pedido de exame. O pedido de exame microbiológico (formulário próprio) deve informar: ♦Nome, data de nascimento e registro do paciente ♦Clínica, enfermaria, setor ♦Dados clínicos, hipótese diagnóstica e o uso de antimicrobianos ♦Material (precisar o tipo e a técnica e/ou o local da coleta) ♦Especificar os exames1: microscopia direta (a fresco, campo escuro), com coloração (Gram, pesquisa de BAAR), cultura e antibiograma para bactérias, cultura e pesquisas especiais (anaeróbio, fungo, micobactéria, vírus) ♦Data da solicitação e assinatura e nome legível do requisitante (informar o telefone de contato facilita a comunicação do laboratório com a equipe de assistência) ♦Data, horário da coleta e o nome do responsável pela coleta As amostras devem ser rigorosamente identificadas com rótulo, contendo: ♦Nome, registro do paciente e material, especificando a topografia. 3- Coleta do Material A coleta deve ser realizada, sempre que possível, antes do início ou da modificação da terapia antimicrobiana. O material colhido deve ser representativo do processo infeccioso investigado, devendo ser eleito o melhor sitio da lesão. Por exemplo: as crostas das feridas devem ser removidas, uma vez que a melhor amostra localiza-se abaixo dessa crosta. A coleta deve ser feita dentro de técnica asséptica, utilizando recipientes de boca larga e materiais estéreis e evitando ou diminuindo ao máximo a contaminação com a microbiota não representativa do __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 87 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina processo infeccioso. Conforme as normas de biossegurança2, todo material será colhido, acondicionado, transportado, processado e descartado como potencialmente infectante, independentemente do diagnóstico do paciente. Para evitar a exposição de risco biológico, observar as rotinas de cada procedimento e usar os EPI (luvas, máscara, óculos de proteção, avental) indicados. Acondicionamento, conservação e transporte do material Todo material deve ser enviado ao laboratório em recipiente apropriado para o tipo de exame e material (conforme indicado pelo Laboratório) e devidamente acondicionado para evitar extravasamento do material durante o transporte. Para maior segurança no transporte do material, os frascos com sangue ou qualquer material devem ser transportados dentro de recipientes resistentes à perfuração e com tampa. Evitar a contaminação da superfície externa do frasco de coleta (se acontecer, fazer a desinfecção da superfície, com três aplicações de álcool 70%). Não contaminar o pedido de exame. Após a coleta, o material deve ser transportado ao laboratório no menor tempo possível. Quanto mais cedo iniciar o processamento da amostra no Laboratório de Microbiologia, maior a chance de recuperar o agente infeccioso e de beneficiar o paciente. Observar o tempo máximo para recepção da amostra (Tabela 1). O ato de recepção deve ser protocolado com registro do horário e conferência da adequação do pedido e do material, cabendo recusa conforme protocolo específico. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 88 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina Tabela 1 Acondicionamento e tempo máximo para recepção da amostra AMOSTRA Respiratória (escarro, aspirado traqueal, LAB3, BEP4) Hemocultura Fezes Urina em meio de transporte Urina Urina refrigerada (4º.C) TEMPO ACONDICIONAMENTO 30 minutos Frasco seco e estéril 30 minutos (não refrigerar) Frascos com meio de cultura. 30 minutos Frasco seco e estéril 12 horas Meio Cary Blair 30 minutos Frasco seco e estéril 4 horas Frasco seco e estéril Conforme o meio e a especificação do laboratório Imediatamente Meio Stuart e Amie Imediatamente Frasco seco e estéril Líquor Imediatamente (não refrigerado) Frasco seco e estéril / kit do Líquido pleural e outros líquidos de cavidade estéril Imediatamente (não refrigerado) Frasco seco estéril ou frascos com meio de cultura Imediatamente Frasco seco e estéril Swab em meio de transporte Swab sem meio de transporte Cateter vascular (segmento) - LACEN Fragmentos de Tecido ósseo Adaptado de Ministério da Saúde. ANVISA. Manual de Microbiologia Clínica Para o Controle de Infecção em Serviços de Saúde. Brasília- 2004 (versão preliminar) 2 Consultar as “Normas de Precauções para Isolamento Hospitalar” (SES-DF, 2002) e o “Módulo Especial IV: Exposição de Risco Biológico” (DGST, 2007), disponível no www.saúde.df.gov.br, link Regional de Taguatinga/ Controle de Infecção Hospitalar. 3 LAB : Lavado broncoalveolar 4 BEP : Broncoscopia com escovado protegido
Meio de transporte serve para manter a viabilidade das bactérias, porém sem permitir a multiplicação. Exemplos de meios especiais: Stuart, Amies, Cary Blair.
Material colhido com swab deve ser processado imediatamente ou imerso em meio de transporte. O swab conservado em meio de transporte é mantido, geralmente, em temperatura ambiente até o momento do processamento. Não ultrapassar o tempo indicado pelo laboratório (em geral, 8 horas).
Material em que há suspeita da presença de bactérias mais sensíveis às variações de temperatura ou de umidade como: Neisseria meningitides, Neisseria gonorrhoeae, Haemophilus influenzae e Streptococcus pneumoniae devem ser __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 89 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina colhidos em meio de transporte ou no próprio meio de cultura. Não refrigerar e enviar imediatamente ao Laboratório de Microbiologia.
Material naturalmente rico em flora microbiana (fezes e escarro) ou obtido de sítios de difícil descontaminação (urina, secreções de orofaringe, lesões superficiais) deve ser transportado com os cuidados necessários à manutenção da proporção da flora original. Se o material for mantido à temperatura ambiente por período superior a 30 minutos, pode ocorrer multiplicação bacteriana (microbiota endógena) e, conseqüentemente, prejudicar o isolamento do agente infeccioso.
Material clínico proveniente de sítios estéreis (sangue, líquor, líquido ascítico, sinovial, etc.) deve ser colhido e semeado diretamente em meios de cultura, transportado à temperatura ambiente ao laboratório e colocado em estufa entre 35º. a 37º. C. Na impossibilidade deste procedimento, coletar o material em frasco esterilizado e conservá-lo à temperatura ambiente, até o momento do processamento. Rotinas de coleta de material específico - para todas as rotinas, observar:
Explicar o procedimento ao paciente e posicioná-lo adequadamente.
Após anti-sepsia cutânea com álcool ou soluções alcoólicas de PVP-I ou clorexidina, sempre aguardar até completa secagem espontânea.
Verificar antecedente de alergia ao anti-séptico, especialmente ao iodo. Hemocultura Momento da coleta e número de amostras: Coletar antes do início do tratamento com antimicrobiano ou, se já estiver em uso de antimicrobiano, imediatamente antes da próxima dose. Não deve ser solicitada “coleta em pico febril”. O número de amostras e o intervalo entre as amostras são relacionados ao diagnóstico e à condição clínica do paciente: __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 90 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina Em adulto, observar as seguintes recomendações: - Sepse, endocardite e infecções localizadas (meningite, osteomielite, artrite, pneumonia, pielonefrite): Duas ou três amostras em punções diferentes. Caso exista urgência quanto ao início do tratamento antimicrobiano, coletar as amostras ao mesmo tempo, em locais diferentes (Ex: braço esquerdo e braço direito). No caso de endocardite, registrar a suspeita no pedido de exame (neste caso, o Laboratório de Microbiologia prolonga o período de cultivo). - Sepse relacionada ao cateter vascular: Coletar duas ou três amostras de sangue em vaso periférico antes da retirada do cateter vascular. Enviar também a ponta do cateter para cultura. - Endocardite subaguda: Três amostras colhidas em punções diferentes no 1º. dia, com intervalo mínimo de 1 hora. Se negativas após 24 horas de cultivo, coletar mais três amostras. Volume de sangue: Quanto maior o volume de sangue, por amostra, melhor é a recuperação do microrganismo; porém, é necessário observar a proporção indicada de sangue / meio de cultura e a idade do paciente. Método automatizado: Em adultos –10 ml (volumes menores de sangue podem ser utilizados, porém com diminuição na freqüência de recuperação do agente infeccioso). Em crianças – 1 a 4 ml em frasco pediátrico Em neonatos – 0,5 a 1 ml em frasco pediátrico Técnica de coleta: É necessário um rigor na execução da técnica, uma vez que há possibilidade de crescimento de contaminantes da pele.
Higienizar as mãos (higiene com água e sabão ou fricção com álcool) __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 91 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina
Após a retirada do lacre, desinfetar a tampa do frasco de hemocultura com álcool 70%
Selecionar um local de punção venosa
Fazer anti-sepsia rigorosa da pele com álcool 70% ou clorexidina alcoólica, em movimentos circulares e de dentro para fora. Após secar, reaplicar novamente o anti-séptico. Esta área não deverá mais ser tocada com os dedos
Aguardar secar naturalmente (1 a 2 minutos), não soprar, abanar ou enxugar
Calçar luvas de procedimento
Coletar assepticamente a quantidade de sangue recomendada
Inocular nos frascos contendo o meio de cultura (aeróbio ou anaeróbio) e agitar levemente (Não é necessário trocar a agulha após a punção)
Identificar cada frasco, anotando nome, registro e horário da coleta em campo próprio no rótulo (não usar fita adesiva e nem danificar o código de barras do frasco)
Enviar imediatamente o material ao laboratório (não colocar em geladeira) Obs: 1) Não é recomendada a técnica de coleta a partir de cateteres vasculares, exceto para fins de comparação com sangue periférico (método quantitativo ou aferição de período de crescimento). 2) Punção arterial não traz benefícios quanto ao isolamento de microrganismo. Secreção de ferida cutânea ou cirúrgica, abscesso ou fístula Preferencialmente, coletar material após lavar a lesão com soro fisiológico e/ou desbridamento. A secreção pode ser coletada de duas maneiras: - por aspiração da secreção ou da coleção não-drenada utilizando seringa e agulha estéreis5 ou somente a seringa (o material deve ser encaminhado imediatamente ao laboratório). - com swab (é a técnica menos recomendada), tendo o cuidado de imergi-lo no meio de transporte ou encaminhá-lo imediatamente ao laboratório. O termo __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 92 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina “secreção de ferida” não é apropriado para informar o tipo de material. Relatar no pedido o sítio anatômico e as informações adicionais (tipo de lesão, secreção superficial ou profunda, fístula, etc.). 5 O uso da agulha pode ser contra-indicado, neste caso, usar somente a seringa ou um pequeno cateter. Técnica de coleta de secreção com a seringa:
Realizar anti-sepsia do local (pele íntegra). Se lesão aberta, fazer limpeza com soro fisiológico, de acordo com a técnica do curativo.
Aspirar o material com seringa e agulha estéreis ou somente com a seringa - As coleções drenadas podem ser aspiradas diretamente na seringa tipo insulina ou por meio de um pequeno cateter - Quando não houver secreção suficiente, injetar pequena quantidade de soro fisiológico estéril e aspirar com a mesma seringa
O material deve ser transportado na própria seringa, com eliminação do ar e vedação (principalmente nos casos de cultura para anaeróbio) ou em frasco estéril.
Anotar o horário da coleta, identificar o material e encaminhar ao laboratório Técnica de coleta com o swab:
Realizar a técnica do curativo, até a limpeza com soro fisiológico e secagem com gaze esterilizada
Com o swab, coletar amostra do local 6 onde houver maior suspeita de infecção, porém evitando áreas de tecido necrosado e pus que devem ser removidos
Inserir o swab no invólucro especial ou no meio de transporte
Concluir o curativo
Anotar o horário da coleta, identificar o material e encaminhar ao laboratório __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 93 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina Fragmento de tecido (pele, tecido subcutâneo) No caso de ferida ou lesão cutânea, a cultura de pequeno fragmento de tecido (biópsia) fornece resultado mais representativo do processo infeccioso em relação ao swab. Técnica de coleta de fragmento de lesão (ou tecido):
Realizar a técnica do curativo até a limpeza com soro fisiológico e secagem com gaze esterilizada
Com o bisturi, tesoura ou instrumento para “punch” (se necessário, fazer anestesia local) retirar pequeno fragmento de tecido do local onde houver maior suspeita de infecção (+ 4 mm), porém evitando áreas de tecido necrosado e pus, os quais devem ser removidos.
Inserir o fragmento no frasco de boca larga estéril e seco (se for realizar estudo histopatológico, retirar outro fragmento e colocar em frasco com formol)
Concluir o curativo
Anotar o horário da coleta, identificar o material e encaminhar imediatamente ao laboratório. Urocultura A urina na bexiga é estéril, porém, com exceção da coleta suprapúbica, todos os métodos propiciam a contaminação da urina com a microbiota uretral. A coleta de urina do jato médio é o método mais utilizado, por não ser invasivo e pela relativa confiabilidade, quando realizada dentro de técnica adequada. A presença de piúria e de bactérias ao exame microscópico da urina não-centrifugada corada pelo Gram devem ser correlacionados. 6A depender da lesão, é indicado colher outra amostra com outro swab __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 94 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina Técnica de coleta do jato médio: A coleta de urina deve seguir técnica rigorosa, evitando ao máximo a contaminação da urina com a microbiota da genitália. O ideal é a coleta da primeira urina da manhã, se não for possível, coletar de 2 a 3 horas de retenção urinária. Explicar o procedimento ao paciente, que deverá lavar a genitália com
água e sabonete (Não usar anti-séptico, pois interfere com o crescimento bacteriano)
Na mulher, afastar os grandes lábios para melhor higiene do meato uretral
Lavar a região genital de frente para trás e não usar duas vezes a mesma gaze.
No homem, expor a glande para melhor higiene
Enxaguar com bastante água ou com gaze umedecida para retirar o excesso de sabonete e enxugar com toalha limpa ou gaze.
Coletar a urina do jato médio, isto é, desprezando a primeira e a última porção de urina, diretamente em frasco estéril de boca larga:  o No homem, expor bem a glande  o Na mulher, manter os grandes lábios afastados (o procedimento deve ser supervisionado por enfermeira ou auxiliar treinada).
Anotar o horário e identificar o frasco
Transportar ao laboratório imediatamente, ou refrigerá-la (a 4iC) até no máximo 4 horas, mantendo a refrigeração durante o transporte (manter a temperatura com gelo ao redor do vasilhame) OBS: Nos casos de crianças pequenas ou de pacientes incontinentes, fazer higiene dos genitais e do períneo aguardar a micção espontânea ou no último caso usar o saco coletor estéril, refazendo os cuidados de higiene do períneo e a troca do saco coletor de 30 em 30 minutos. Na pediatria do HRT, a experiência da coleta de urina sem o uso do saco coletor é feita há alguns anos e mostrou-se exeqüível. A criança pequena é deixada livre, sem a fralda, e o acompanhante __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 95 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina atento coleta a urina diretamente no vasilhame estéril assim que a criança inicia a micção. Técnica de coleta por meio do cateter vesical: - Paciente sem sonda vesical O próprio cateterismo para coleta de urina implica em risco de infecção, porém esta técnica pode ser utilizada quando não é possível obter urina espontânea ou a punção suprapúbica é contra-indicada. Fazer o cateterismo vesical dentro da técnica asséptica - Pacientes com sonda vesical (pacientes cateterizados em sistema de drenagem fechada) Trocar o cateter dentro da técnica asséptica e coletar a urina diretamente da luz do novo cateter, utilizando um recipiente estéril. Não havendo troca de cateter, após a desinfecção com álcool a 70% do local, coletar a urina (20 ml) diretamente do cateter, por meio da punção com seringa e agulha estéril na proximidade da junção do cateter com o tubo de drenagem. Técnica de coleta por punção suprapúbica: É uma técnica invasiva, a ser utilizada nos casos: -Resultados repetidamente duvidosos de cultura de urina obtida por outras técnicas -Recém-nascidos ou crianças pequenas -Suspeita de infecção por anaeróbios -Contra-indicação de cateterização Fazer a anti-sepsia da pele e coletar por meio de seringa e agulha Obs: Para a pesquisa de BAAR e cultura para micobactéria, recomenda-se: coletar a primeira urina da manhã em três dias consecutivos (três amostras). Solicitar sempre a cultura uma vez que a pesquisa de BAAR fornece, muitas vezes, resultados falsonegativos. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 96 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina Ponta de Cateter Intravascular A técnica de cultura semiquantitativa (método de Maki ou do rolamento) da ponta de cateter é a mais utilizada para determinar a relação entre colonização externa do cateter e sepse. Para pesquisa de colonização intraluminal, outras técnicas são necessárias. Técnica de retirada do cateter: Os mesmos cuidados de anti-sepsia utilizados na introdução do cateter devem ser adotados no momento da retirada do fragmento do cateter para cultura:
Fazer anti-sepsia da pele ao redor do cateter
Remover o cateter utilizando uma pinça estéril, com cuidado para não tocar o cateter na pele
Assepticamente, com tesoura ou lâmina estéril, cortar cerca de 5 cm da extremidade distal do cateter
Colocar o pedaço do cateter num frasco estéril de boca larga e sem meio de cultura
Anotar o horário e identificar o frasco
Transportar ao laboratório imediatamente, evitando a excessiva secagem OBS.: catéteres aceitáveis para cultura semiquantitativa: central, PVC, Hickman, Broviac, periférico, PICC, arterial, umbilical, alimentação parenteral e Swan-Ganz. Líquidos orgânicos estéreis (Pleural, Ascítico, Sinovial, bile, etc.)
Fazer anti-sepsia da pele (solução alcoólica de clorexidina ou PVP-I)
Realizar a aspiração do material com seringa e agulha estéril, dentro de técnica asséptica
Inocular o material em um frasco de hemocultura-adulto (coletar 10 ml, de preferência) __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 97 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina
Na impossibilidade da semeadura direta do material em meio de cultura ou quando o objetivo é pesquisar fungo ou micobactéria, colocar o material em frasco estéril e adicionar heparina para evitar coagulação do líquido.
Anotar o horário e identificar o frasco
Enviar ao laboratório imediatamente (conservar em temperatura ambiente) Líquor A punção lombar deve ser feita sob condições estritas de assepsia. Recomendase que o material seja colhido diretamente no meio de cultura, já que uma demora na semeadura implica em grande queda das taxas de isolamento de bactérias. Tanto Neisserias como Haemophilus não resistem às temperaturas baixas, daí porque o líquor para cultura não deve ficar em geladeira.
Fazer anti-sepsia da pele (solução alcoólica de clorexidina ou PVP-I)
Utilizar o kit especial do LACEN (Antes de iniciar a punção, retirar o kit da geladeira para que no momento do uso o mesmo esteja à temperatura ambiente)
Realizar a punção lombar e coletar no tubo de ensaio (com o meio de cultura) 5 gotas de líquor, de preferência diretamente da agulha que se encontra introduzida no espaço subaracnóideo
Coletar líquor para os demais exames, utilizando os dois frascos contido no Kit
Anotar o horário e identificar o frasco
Enviar todo o material imediatamente ao laboratório de Emergência Obs: Para pesquisa de BAAR ou Cryptococcus (coloração com tinta da China), coletar pelo menos 3 ml de líquor. Escarro A orientação para a coleta deste material deve ser clara, evitando ao máximo coletar saliva ou material de vias aéreas superiores, preferencialmente a coleta __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 98 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina deve ser feita sob supervisão direta da equipe de assistência. Coletar pela manhã com o paciente em jejum, após higiene oral (escovar os dentes sem o uso de pasta dental e fazer gargarejos). O escarro deve ser coletado após tosse profunda e depositado diretamente em frasco esterilizado de boca larga com tampa rosqueada. Encaminhar ao laboratório por período não superior a 30 minutos Obs: Nos casos de suspeita de infecção por micobactéria ou fungo, coletar pelo menos três amostras, em dias consecutivos (1 amostra diária). Nos casos de suspeita de pneumocistose ou quando a expectoração é escassa, esta pode ser induzida por meio de inalação. Aspirado traqueal (ou secreção endotraqueal) O aspirado traqueal é realizado em paciente intubado ou traqueostomizado por meio de sonda de aspiração estéril. A cultura desse material, assim como a de escarro para o diagnóstico de pneumonia, é muito questionável quanto à sua utilidade. Ainda que também controverso, utiliza-se cultivo de aspirado traqueal com técnica quantitativa com o objetivo de melhorar a especificidade. Técnica:
Seguir a técnica asséptica de aspiração
Ao retirar a sonda de aspiração, o material colhido deve ser colocado em frasco de boca larga estéril ou se escasso, cortar a extremidade distal da sonda (± 5 cm) com auxílio de material estéril (lâmina ou tesoura) e colocá-la em frasco seco e estéril.
Anotar o horário, identificar o frasco e enviar imediatamente ao laboratório. Secreção de Orofaringe (swab) - O principal objetivo é a recuperação do Streptococcus pyogenes. __________________________________ 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] 99 COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina Técnica:
Orientar higiene oral não utilizando anti-séptico ou pasta dental
Explicar o procedimento ao paciente e orientá-lo a abrir bem a boca
Usar abaixador de língua e com swab estéril fazer esfregaços sobre as amígdalas e faringe posterior, evitando tocar na língua ou na mucosa oral
Coletar material nas áreas com hiperemia, adjacentes aos pontos de supuração ou remover o pus ou placas coletando o material na mucosa logo abaixo;
Colher dois swabs e enviar imediatamente ao laboratório para evitar a excessiva secagem Secreção de Ouvido - secreção do conduto auditivo externo:
Retirar o excesso de secreção de drenagem espontânea com salina e gaze estéril
Introduzir o swab estéril no conduto auditivo externo - secreção do ouvido médio com membrana timpânica rota ou íntegra, é necessário espéculo e coleta por meio de swab ou aspiração com seringa. Swab nasal (narinas anteriores) - A pesquisa de MRSA7 em narinas anteriores é feita em situações epidemiológicas especiais, conforme orientação do NCIH. Técnica
Introduzir o swab esterilizado8 cuidadosamente na porção ântero-superior de uma das narinas com movimento giratório delicado e deslizá-lo lateralmente pela asa nasal interna.
Repetir o procedimento na outra narina com o mesmo swab
Inserir o swab no invólucro especial ou no meio de transporte
Anotar o horário da coleta e encaminhar o swab ao laboratório __________________________________ 100 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina Secreção Ocular Coletar o material do saco conjuntival, evitando contato com a pálpebra ou os cílios. Técnica:
Limpar a secreção purulenta superficial com gaze estéril
Afastar a pálpebra e coletar com o swab o material do saco conjuntival, evitando coletar a secreção acumulada nos cantos
Introduzir o swab em meio de transporte, se não for possível a semeadura imediata.
Anotar o horário e identificar o frasco Fezes (e swab retal) • Devem ser coletadas no início ou fase aguda da doença, quando os patógenos estão usualmente presentes em maior número. Preferir as porções mucosas e sanguinolentas do material. Na pesquisa de enteropatôgenos (Salmonella, Shigella, E. coli enteropatogênica) entrar em contato prévio com o Laboratório de Microbiologia ou o LACEN para orientação quanto ao tipo de material a ser coletado e os cuidados de conservação e transporte. 7 MRSA (Methicillin Resistant Staphylococcus aureus) são cepas de S.aureus resistentes à meticilina (na prática, a oxacilina é o antibiótico utilizado no teste de sensibilidade e é equivalente à meticilina). Esta resistência atinge automaticamente todos os antibióticos beta-lactâmicos (penicilinas, cefalosporinas, carbapenems e monobactâmicos). 8 Se o material é escasso, alguns autores recomendam molhar o swab em soro fisiológico estéril. Técnica swab retal:
Usar swab de algodão, certificando-se de que a ponta da haste que suporta o algodão está bem revestida
Umedecer o algodão em salina estéril (não usar gel lubrificante)
Inserir no esfíncter anal, fazendo movimentos rotatórios
Ao retirar, verificar se existe coloração fecal no algodão __________________________________ 101 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina
Anotar o horário da coleta e encaminhar o swab ao laboratório imediatamente ou usar meio de transporte COLETA DE URINA PARCIAL DE URINA - EQU De preferência colher a 1ª urina da manhã. Lavar os genitais externos com água e sabão. Secar. Colher a urina em recipiente limpo e seco e enviá-la imediatamente ao laboratório. Colher somente o jato médio, desprezando o início e o fim da micção. Na coleta de urina em mulheres, recomenda-se abstinência sexual de pelo menos 24 horas. Em mulheres menstruadas, e em caso de urgência, usar tampão vaginal depois da lavagem, para não contaminar a urina com sangue. O ideal seria coletar a urina de 3 a 5 dias após o término do sangramento menstrual. URINA DE 24 HORAS Alimentação normal. Pela manhã, ao acordar, esvaziar completamente a bexiga e desprezar a urina. Marcar a hora exata (p.ex.: 8 horas da manhã). Daí em diante colher as urinas produzidas durante o dia e a noite, juntando-as em um ou mais frascos limpos ou frascos produzidos pelo laboratório (3 litros). Mantê-los no refrigerador e ao abrigo da luz. __________________________________ 102 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina A - Pela manhã do dia seguinte, exatamente 24 horas após a hora em que foi desprezada a urina do começo da prova, colher toda a urina da bexiga, em frasco separado, rotulando-o “Primeira urina da manhã, data...” B - Após 24 horas exatamente, colher todo a urina e juntar com as outras. Enviar todas as urinas para o laboratório imediatamente. COLETA EM CRIANÇAS / LACTENTES Crianças muito jovens e neonatos » Coletor auto-aderente hipoalergênico. Recomendações: – Identificar o coletor auto-aderente – Abrir as pernas da criança – Certificar que a região púbica e perineal estão limpas, secas e isentas de muco. – Meninas: colocar o adesivo na pele em volta dos genitais externos, de maneira que a vagina e o reto fiquem isolados e evitando a contaminação. Após 30 minutos retirar o coletor, mesmo sem a emissão de urina. – Meninos: colocar o coletor auto-aderente de maneira que o pênis fique em seu interior. Após 30 minutos retirar o coletor, mesmo sem a emissão de urina. COLETA COM CATETER Cateter é inserido na bexiga através da uretra com o uso de técnica estéril para obtenção da urina. COLETA COM ASPIRAÇÃO SUPRAPÚBICA Aspira-se a bexiga distendida com um seringa e agulha acima da sínfise pubiana através da parede abdominal adentrando a bexiga cheia. __________________________________ 103 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina Complicações são raras. Método usado para culturas anaeróbicas, culturas problemáticas (onde a contaminação não pode ser eliminada) e em crianças. ARMAZENAMENTO, CONSERVAÇÃO E TRANSPORTE DA AMOSTRA DE URINA O paciente deve receber instruções claras e por escrito a respeito do armazenamento, conservação e transporte da amostra de urina coletada, a fim de manter a integridade dos elementos e contribuir para a estabilidade das substâncias químicas. O tempo entre a coleta e a entrega da amostra no laboratório não deve ultrapassar uma hora. Em caso de demora na entrega, conservar a amostra em refrigerador (2-5ºC), sendo também necessário, ás vezes o uso de conservantes: – Formalina – preservação dos elementos figurados – Ácido Bórico – preservação de aldosterona, estrógenos, etc – Timol – preservação de mucopolissacarídeos, etc – Ácido Clorídrico – preservação de adrenalina, noradrenalina, etc – Fluoreto de Sódio – preservação de glicídeos – Bicarbonato de Sódio – urina de 24 horas FATORES QUE AFETAM OS RESULTADOS Amostras da 1ª urina da manhã fornecem o reflexo mais preciso da presença de bactérias e de elementos formados, tais como cilindros e cristais. Um retardo no exame após a coleta pode causar valores falsamente reduzidos de glicose, cetona, bilirrubina e urobilinogêno. Amostras coletadas, mantidas à temperatura ambiente e tardiamente entregues ao laboratório, podem causar valores falsamente elevados de bactérias, em virtude de seu supercrescimento. __________________________________ 104 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina Retardos também perturbam a nitidez microscópica, em virtude da dissolução de uratos e fosfatos. EXAMES COPROLÓGICOS A coleta, armazenamento e conservação das fezes são de fundamental importância na qualidade do EPF. E preciso orientar o paciente, dizendo-lhe que a evacuação deve ser feita em recipiente limpo e seco e parte das fezes transferida para um frasco próprio, de boca larga, bem fechado e identificado. A identificação deve conter o nome do paciente, idade, data e, se possível, a hora da coleta. No caso de fezes frescas (sem conservador) a remessa para o laboratório deve ser imediata. As instruções sobre como coletar as fezes devem ser claras e passadas ao paciente por escrito. E importante verificar se o paciente as entendeu, pois é na coleta adequada da amostra fecal que se inicia a qualidade do EPF. Quando solicitada pela clínica médica poderá ser feita a coleta de amostras múltiplas. O mais recomendado é a coleta de três amostras em dias alternados. Para isso o paciente recebe um frasco com o conservador, onde ele irá colocar, a cada dia, uma porção de fezes, homogeneizando-as. Finda a coleta, o frasco é enviado ao laboratório para a realização do EPF. Quando não há possibilidade de remeter as fezes frescas rapidamente ao laboratório ou então examiná-las logo que cheguem, estas deverão ser mantidas a baixas temperaturas (5" a 10" C), para evitar a putrefação, devendo ser examinadas o mais rapidamente possível ou no máximo dois a três dias após a emissão. As fezes poderão, também ser mantidas em conservadores, permitindo que o exame seja realizado semanas após a coleta. O ideal é que as fezes sejam colocadas no conservador logo após a evacuação. Para tanto, o paciente deve receber, do laboratório, o frasco contendo o conservador. Qualquer conservador deve ser usado na proporção de três partes deste para uma parte de fezes, sendo estas bem homogeneizadas. Os mais empregados são: __________________________________ 105 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina Formol 10%: conserva por mais de um mês os ovos ou larvas de helmintos e os cistos e oocistos de protozoários. Formol comercial 10 mL Solução salina a 0,85% 90mL MIF: é a sigla de um conservador muito difundido, cujas iniciais significam Mertiolato (ou mercurocromo), Iodo e Formol. A fórmula é a que se segue: Água destilada 250 mL Sol. de mercurocromo a 1 :500 25OmL Formo1 25 mL Glícerina 5mL SAF: são as iniciais dos componentes de um fixador usado para conservar cistos e trofozoítos, sendo útil para fezes formadas ou diarréicas. Por essa caractedstica substituiu o fixador de Schaudinn (bicloreto de mercúrio), que é extremamente tóxico, na coleta das fezes para a execução do método da hematoxilina férrica, no diagnóstico de amebas e Giardia. Usa-se na mesma proporção citada anteriormente. Sua fórmula é a seguinte: Acetato de sódio 45 g Ácido acético 2,9 mL Formo1 40% 4,0 mL Água destilada 9,5 mL Observação: Os trofozoítos de amebas e Giardia não se conservam no formo1 10% ou MIF, dois conservadores muito utilizados. Os cistos de protozoários e as larvas de helmintos necessitam ser corados para uma correta identificação na microscopia. Para essa finalidade utilizamos a solução de Lugol, cuja fórmula é a seguinte: Iodo 2 g Iodeto de potássio 4g Água destilada 100 mL __________________________________ 106 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina Todos os parasitos encontrados no EPF deverão ser relatados, sejam eles patogênicos ou não. Deverão ser citados a forma parasitária observada (ovo, larva, cisto, trofozoíto, oocisto, verme adulto) e o nome científico do parasito, incluindo o gênero e espécie, sempre que possível. Também deverá constar o(s) método(s) executado(s) e a consistência das fezes, tendo em vista que os métodos rotineiramente empregados não permitem o encontro de trofozoítos de protozoários em fezes diarréicas. Observações sobre o numero de amostras colhidas devem ser relatadas. __________________________________ 107 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina Bibliografia consultada Aguiar, E. Curso de Controle de Infecção Hospitalar para Médicos Residentes da FHDF- Brasília- 1993 Marangoni, D.V. e Schechter M. Doenças Infecciosas: Conduta Diagnóstica e Terapêutica, Guanabara Koogan - Rio de Janeiro- 2 ª edição, 1998 Mendes, C. M. F. O Papel do Laboratório de Microbiologia em Infecções Hospitalares: Prevenção e Controle- Sarvier- São Paulo- 1997 Ministério da Saúde. ANVISA. Manual de Microbiologia Clínica Para o Controle de Infecção em Serviços de Saúde. Brasília- 2004 (versão preliminar). Pilonetto, M. e Pilonetto, D.V. Manual de procedimentos laboratoriais em microbiologia: POPs em microbiologia – Pinhais, PR : Microscience, 1998 Moura, Roberto A de Almeida. Colheita de Material para Exames de Laboratório. São Paulo: Atheneu, 1987. Motta, Valter T. Bioquímica Clínica para o Laboratório. 4 ed. Porto Alegre: Editora Médica Missau, 2003. Unidade de Terapia Intensiva/ Hospital de Taguatinga - Rotinas de Enfermagem da UTI / HRT / FHDF– Brasília- 1997 Zoccoli, C. M. et all - Técnicas de Coleta em Microbiologia - Laboratório Médico Santa Luzia- Florianópolis- 1997 Manual de procedimentos básicos em microbiologia clínica para o controle de infecção hospitalar: Módulo I/Programa Nacional de Controle de Infecção Hospitalar – Brasília: ANVISA / Ministério da Saúde, 2000. Técnicas para coleta de sangue. Brasília: Ministério da Saúde, Programa Nacional de Doenças Sexualmente Transmissíveis e AIDS. 1997. 63 p. II. (série TELELAB). Manual de orientações para Coleta, preparo e transporte de material biológico Laboratório Central de Saúde Pública do Estado de Santa Catarina – LACEN/SC – Junho/2006. Recomendações da Sociedade Brasileira de Patologia Clínica / ML para Coleta de Sangue Venoso, 1ª.ed. / elaborado pelo Comitê de Coleta de Sangue da SBPC/ML e BD Diagnostics - Preanalytical Systems. São Paulo, 2005. 76 p. __________________________________ 108 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina Recomendações da Sociedade Brasileira de Patologia Clínica/Medicina Laboratorial para coleta de sangue venoso – 2. ed. Barueri, SP : Minha Editora, 2010 Biossegurança em laboratório biomédicos e de microbiologia / Ministério da Saúde, Secretaria de Vigilância em Saúde, Departamento de Vigilância Epidemiológica. – 2 ed. – Brasília: Ministério da Saúde, 2004. MACHADO, C.M. Rotinas de limpeza, Laboratório de Virologia do IMISP – FMUSP, SP, 2001. Ministério da Saúde. Coordenação de controle de infecção Processamento de Artigos e Superfícies em Estabelecimento de Saúde – 2 ed. – Brasília, 1994 SOUZA, M.M. Biossegurança no laboratório clínico. Ed. Eventos, RJ, 1998 http://e-legis.anvisa.gov.br/leisref/public/home.php DANGELO J. G. e FATTINI C. A. Anatomia Básica dos Sistemas Orgânicos. 4 Ed, Minas Gerais, Atheneu, 1990. BR. LIMA A. O. et all. Métodos de Laboratório Aplicados à Clínica. 4 Ed, Rio de Janeiro, Guanabara Koogan, 1980. BR. MOURA R. A. A. et all. Técnicas de Laboratório. 2 Ed, São Paulo, Atheneu, 1982. BR. STANLEY S. R. et all. LYNCH: Técnicas de Laboratório. 4 Ed, São Paulo, Manole, 1990. __________________________________ 109 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina CONSIDERAÇÕES GERAIS Sangue total, soro plasma DIFERENÇAS Aerossóis: Gotas de líquido dispersas no ar. Amostras biológicas para diagnóstico: são materiais de origem humana ou animal para análise (como excrementos, secreções, sangue e derivados, tecidos e líquidos orgânicos) com fins diagnóstico. Anti-séptico: Agente químico ou físico utilizado para desinfecção de tecido vivo, capaz de destruir ou inibir o crescimento de micro-organismos na área aplicada. Descontaminação: Destruição ou remoção (total ou parcial) de microorganismos dos artigos e superfícies. Desinfecção: Destruição ou inibição do crescimento de microorganismos patógenos não esporulados ou em estado vegetativo, de superfícies. EPIs: Equipamento de proteção individual. __________________________________ 110 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina Esterilização: Processo de destruição de todos os microorganismos, incluindo os esporos. Limpeza: Processo de remoção de sujidade. Sanitização: Processo destinado à redução da maioria das bactérias patogênicas presentes. Substâncias infectantes: são apresentações que contêm microrganismos viáveis (tais como bactérias, vírus, riquetsias, parasitas, fungos ou microrganismos recombinante, híbrido ou mutante) sabidamente capazes de provocar doença ao homem ou animais. HIGIENIZAÇÃO DE SUPERFÍCIES E EQUIPAMENTOS O QUÊ? Chuveiros e lava-olhos Aparelhos COMO COM O QUE? Semanalmente. Semanalmente Após exposição material biológico. COMO Água e sabão Limpeza; Água corrente Ligar o sistema e deixar água limpa correndo por 3 minutos Álcool 70% Pano ou papel descartável; Passar sobre a superfície e deixar solução em contato por 15 minutos Remover a contaminação; Água e sabão Limpeza; à Álcool a 70%. Autoclave Semanalmente Água e sabão Banho-maria Semanalmente Água e sabão; Álcool a 70%. Passar sobre a superfície e deixar solução em contato por 15 minutos, depois secar com papel absorvente seco. Limpeza mecânica Retirar a água; Limpeza; Passar sobre a superfície e deixar solução em contato por 15 minutos, depois secar com papel absorvente seco __________________________________ 111 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina Centrífugas Após utilização Álcool a 70% Após contaminação com material biológico Estufa Cabine de fluxo laminar Mensalmente Água e sabão; Após contaminação com material biológico Álcool a 70%. Diariamente Água e sabão; Antes e após o uso Álcool a 70%. Passar sobre a superfície e deixar solução em contato por 15 minutos, depois secar com papel absorvente seco Limpeza; Passar sobre a superfície e deixar solução em contato por 15 minutos, depois secar com papel absorvente seco Limpeza mecânica; Passar superfície sobre e a deixar solução em contato por 15 minutos, depois secar com papel absorvente seco. Filtro de ar condicionado Mensalmente. Água e sabão; Solução de hipoclorito 1% Retirar o filtro; Limpeza; Deixar de molho em solução por 30 minutos, enxaguar, fazer leve compressão para remover excesso de água. Recolocar o filtro. Transferir o conteúdo para outro freezer; Degelar; Limpeza. Freezer Mensalmente Água e sabão. Geladeiras Mensalmente Água e sabão. Transferir o conteúdo para outro freezer; Degelar; Limpeza. Bancadas Diariamente ou após Contaminação com material biológico Pano ou papel descartável; Remover contaminação; Álcool a 70%. a Paredes Trimestralmente Água e sabão Passar sobre a superfície e deixar solução em contato por 15 minutos, depois secar com papel absorvente seco Limpeza. Pias Diariamente Água e sabão Limpeza. Pisos Diariamente ou Pano ou papel; Após contaminação com material biológico Água e sabão; Solução de hipoclorito Remover a contaminação; Limpeza; __________________________________ 112 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina 1% Lixeiras Semanalmente Água e sabão; Solução de hipoclorito 5% Passar pano embebido na solução e aguardar 30 minutos para secagem com pano seco Limpeza; Deixar de molho em solução por 30 minutos, enxaguar,secar com material absorvente. DESINFECÇÃO - Álcool a 70%(etanol ou isopropílico): O álcool a 70% (v/v) é um dos desinfetantes mais empregados no laboratório. Utilização: para desinfecção da pele, bancada e equipamentos. Procedimento: Após a limpeza com água e sabão deve-se esfregar um pano ou algodão embedido com a solução de álcool a 70%. Tempo de inativação: deixar a superfície a ser descontaminada em contato com a solução por no mínimo 15 minutos. Preparo do Álcool a 70% (v/v): Etanol a 95º (p/v).........................................................73,7ml Água destilada q.s.p.....................................................100 ml DESINFECÇÃO - Hipoclorito de sódio 1%: Utilização: descontaminação de pisos, vidrarias, inativação química de material biológico. Procedimento: Após a limpeza com água e sabão deve-se passar pano ou material absorvente com a solução de hipoclorito 5% no piso, ou submergir vidraria em solução, garantindo que a solução esteja em contato com toda parede do objeto a ser descontaminado. Atenção, para descontaminação de resíduos líquidos e semi-sólidos, colocar hipoclorito concentrado na proporção de 1 para 19 partes do resíduo em descontaminação. Tempo de inativação: deixar em contato a superfície a ser descontaminada por no mínimo 30 minutos. __________________________________ 113 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina PROPOSTAS DE BANNERS PARA ORIENTAÇÃO A PACIENTES 1 Coleta de urina, fezes e sangue: www.labsc.com.br/ __________________________________ 114 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina 2 Coleta de Urina 24 horas: www.labsc.com.br/ __________________________________ 115 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina 3 Coprológico Funcional: www.labsc.com.br/ __________________________________ 116 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina 4 Coleta para Escarro: www.labsc.com.br/ __________________________________ 117 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina 5 Coleta para Pesquisa de Sangue Oculto nas Fezes: www.labsc.com.br/ __________________________________ 118 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina 6 Coleta para Pesquisa de Oxiúros: www.labsc.com.br/ __________________________________ 119 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected] COLETA E CONTROLE DE QUALIDADE Curso: Biomedicina __________________________________ 120 1 Professora titular da disciplina Coleta e Controle de Qualidade do Curso de Biomedicina da Faculdade Metropolitana de Blumenau – FAMEBLU. Biomédica – Mestre em Educação ISEPE/PR. [email protected]